趙菊平，孫義成

中國醫(yī)學(xué)科學(xué)院/北京協(xié)和醫(yī)學(xué)院 病原生物學(xué)研究所，北京 100730

鼠疫耶爾森氏菌環(huán)二鳥苷酸代謝及生物被膜形成調(diào)控研究進(jìn)展

趙菊平，孫義成

中國醫(yī)學(xué)科學(xué)院/北京協(xié)和醫(yī)學(xué)院 病原生物學(xué)研究所，北京 100730

鼠疫耶爾森氏菌(Yersinia pestis，以下簡稱“鼠疫菌”)是烈性傳染病鼠疫的病原菌，以鼠蚤作為傳播媒介。鼠疫菌在其傳播媒介鼠蚤的前胃中形成生物被膜從而促進(jìn)其在宿主間傳播。鼠疫菌生物被膜的形成受第二信使分子環(huán)二鳥苷酸(c-di-GMP)的正向調(diào)控。鼠疫菌中c-di-GMP由二鳥苷酸環(huán)化酶(DGC)HmsT和HmsD合成，由磷酸二酯酶(PDE)HmsP降解。文中主要介紹影響鼠疫菌環(huán)二鳥苷酸代謝及生物被膜形成的調(diào)控因子，并對其作用機(jī)制進(jìn)行討論和總結(jié)。

鼠疫耶爾森氏菌，生物被膜，環(huán)二鳥苷酸，二鳥苷酸環(huán)化酶，磷酸二酯酶

鼠疫耶爾森氏菌Yersinia pestis由相對溫和的腸道致病菌假結(jié)核耶爾森氏菌(Yersinia pseudotuberculosis，以下簡稱“假結(jié)核菌”)進(jìn)化而來。鼠疫菌主要以跳蚤為傳播媒介在哺乳動物間傳播。跳蚤叮咬感染鼠疫菌的宿主后，鼠疫菌感染并在跳蚤前胃中形成生物被膜(Biofilm)進(jìn)而形成“栓塞”，部分或完全阻塞血液進(jìn)入中腸吸收利用，饑餓的跳蚤反復(fù)叮咬宿主并使帶菌的血液回流通過叮咬的傷口感染宿主[1]。因此鼠疫菌生物被膜形成能力是其定殖于跳蚤前胃并傳播感染的關(guān)鍵因素。

與其他細(xì)菌一樣，鼠疫菌生物被膜形成受細(xì)菌第二信使分子環(huán)二鳥苷酸(3?-5?-cyclic diguanylic acid，c-di-GMP)濃度水平的正向調(diào)控，c-di-GMP同時促進(jìn)負(fù)責(zé)合成并轉(zhuǎn)運(yùn)生物被膜胞外多糖(Exopolysaccharide，EPS)的hmsHFRS操縱子表達(dá)[2]。c-di-GMP分別由二鳥苷酸環(huán)化酶(Diguanylate cyclases，DGC)合成和磷酸二酯酶(Phosphodiesterases，PDE)降解。鼠疫菌編碼2個DGC(HmsT和HmsD)和1個PDE(HmsP)。3個代謝酶的表達(dá)及活性受到環(huán)境信號和細(xì)胞內(nèi)調(diào)節(jié)因子多水平的調(diào)控，進(jìn)而影響菌體內(nèi)c-di-GMP濃度水平，精細(xì)調(diào)控生物被膜的形成以適應(yīng)不同的環(huán)境條件(圖1)。本文重點(diǎn)就c-di-GMP信號通路中環(huán)境條件及細(xì)胞內(nèi)調(diào)節(jié)因子對c-di-GMP代謝酶、hmsHFRS的表達(dá)和活性調(diào)控進(jìn)而調(diào)控細(xì)胞內(nèi)c-di-GMP濃度及生物被膜形成這一領(lǐng)域進(jìn)行綜述。

1 細(xì)菌生物被膜

1978年Costerton等[3]首次提出了生物被膜的相關(guān)理論。細(xì)菌粘附于物體表面時，形成一個含有微菌落的基質(zhì)層，使細(xì)菌得以與物體表面相結(jié)合，隨著粘附的微菌落的增大和數(shù)目增多，這些包著微菌落的基質(zhì)相互融合而形成了生物被膜。生物被膜主要包含多糖、蛋白質(zhì)、脂質(zhì)和胞外DNA(eDNA)，以及淀粉、纖維素、菌毛、鞭毛、細(xì)胞裂解物等，其中最主要的成分是水，比例高達(dá)97%，eDNA在生物被膜基質(zhì)結(jié)構(gòu)組織和穩(wěn)固中具有重要作用[4-5]。

生物被膜是細(xì)菌為了適應(yīng)自然環(huán)境而普遍存在的一種保護(hù)性的生存方式，由單個或多個細(xì)菌物種組成，似一個空間異質(zhì)的生態(tài)系統(tǒng)，是一種高度異質(zhì)性、高度組織化，促進(jìn)其自身功能及特性的結(jié)構(gòu)。生物被膜細(xì)胞間可以相互通訊并共享生物被膜基質(zhì)中所有營養(yǎng)資源及信號分子[6]。以生物被膜的方式生存的細(xì)菌與單個浮游的細(xì)菌相比，具有很多新的特性：生長在生物被膜中的近距離細(xì)胞間相互作用，使基因交換頻率增加；生物被膜作為一種多細(xì)胞組織結(jié)構(gòu)，其水合作用及捕獲和降解消化生長環(huán)境中營養(yǎng)資源的能力均有利于菌體生長代謝[7]；由于生物被膜基質(zhì)的阻滯作用阻止藥物擴(kuò)散，基質(zhì)中所含的水解酶對藥物的降解作用，及生物被膜深處的菌體因?yàn)闋I養(yǎng)缺乏，菌體生長緩慢等因素，均使菌體對抗菌藥物的耐受性增強(qiáng)[8-10]；另外，生物被膜中大量的水分還使細(xì)菌對干燥環(huán)境的耐受性大大增強(qiáng)。細(xì)菌在高等生物體內(nèi)以生物被膜的形式定殖容易造成持續(xù)感染，污染醫(yī)療器械和移植物等，給人類帶來了很多難題。

圖1 鼠疫菌中不同調(diào)控因子對c-di-GMP代謝及生物被膜形成的調(diào)控作用(c-di-GMP代謝及生物被膜形成在細(xì)胞內(nèi)受到多種類型調(diào)控因子在轉(zhuǎn)錄水平、轉(zhuǎn)錄后水平以及蛋白-蛋白相互作用的調(diào)控.紅色框內(nèi)為sRNA，橙色框內(nèi)為調(diào)控蛋白，黃色框內(nèi)為mRNA上的順式作用序列.HmsC、HmsE與HmsD由同一個操縱子編碼，在細(xì)胞內(nèi)調(diào)控HmsD的活性，HmsHFRS負(fù)責(zé)生物被膜胞外多糖合成)Fig.1 The regulators involved in modulation ofc-di-GMP metabolism and biofilm formation inY.pestis.Thec-di-GMP metabolism and biofilm formation are controlled by different cellular regulators at transcriptional, posttranscriptional and protein level.The red boxes contain sRNA, orange boxes contain protein and in the yellow box is the cis-acting sequence on mRNA.HmsC and HmsE are encoded by one operon with HmsD and control the activity of HmsD.HmsHFRS is responsible for biosynthesis of extracellular polysaccharide(EPS)matrix of biofilm.

2 鼠疫菌生物被膜

鼠疫菌是鼠疫這一種古老的自然疫源性疾病的病原菌，在5021?7022年前由假結(jié)核菌進(jìn)化而來[10]。假結(jié)核菌在環(huán)境中廣泛存在，可以通過食物或水經(jīng)口傳播而引發(fā)多種哺乳動物相對溫和的腸道疾病。鼠疫菌依賴于吸血昆蟲跳蚤作為傳播媒介，毒性和入侵性都很強(qiáng)，可引發(fā)全身系統(tǒng)性感染的致死性疾病。人類歷史上記載的鼠疫致死人數(shù)高達(dá)2億，并曾發(fā)生過3次世界鼠疫大流行，給人類造成巨大的災(zāi)難，被冠以“最具毀滅性傳染病”的名頭[11]。

大部分假結(jié)核菌株能在跳蚤消化道內(nèi)生長，但是都不能形成生物被膜并阻塞前胃。鼠疫菌由假結(jié)核菌進(jìn)化而來，獲得了在跳蚤中腸和前腸定殖并在前胃形成生物被膜的能力，從而實(shí)現(xiàn)以跳蚤作為媒介的疾病傳播[12-13]，使得鼠疫菌在全球范圍內(nèi)迅速傳播。感染了鼠疫菌的哺乳動物死亡前常出現(xiàn)嚴(yán)重的敗血癥，而這種高濃度的帶菌血再次被跳蚤吮吸后就足以感染跳蚤并維持鼠疫菌的傳播循環(huán)[14]。鼠疫菌借助跳蚤傳播最重要的方式依賴于其在跳蚤消化道定殖并在跳蚤前胃形成生物被膜的能力，前胃是連接跳蚤食管和中腸的前腸瓣膜結(jié)構(gòu)，跳蚤前胃形成的生物被膜部分或完全阻塞血液攝取，饑餓的跳蚤反復(fù)叮咬宿主，同時使染菌的血液回流通過叮咬傷口直接感染宿主，極大促進(jìn)了鼠疫菌的傳播和感染能力[15-17]。鼠疫菌經(jīng)血液傳播方式的獲得是其進(jìn)化中的關(guān)鍵步驟。

鼠疫菌傳播依賴于其在跳蚤前胃形成生物被膜，hmsHFRS操縱子是鼠疫菌在前胃定殖并形成生物被膜必需的，組成生物被膜的胞外多糖(EPS)由hmsHFRS操縱子負(fù)責(zé)合成并轉(zhuǎn)運(yùn)到胞外，HmsH和HmsF是外膜蛋白，HmsR和HmsS是內(nèi)膜蛋白，HmsR具有糖基轉(zhuǎn)移酶活性，HmsF具多糖去乙酰化酶及糖基水解酶活性[18-20]。EPS表達(dá)和轉(zhuǎn)運(yùn)受到細(xì)胞內(nèi)c-di-GMP濃度在轉(zhuǎn)錄后水平的正向調(diào)控[2,21]。c-di-GMP是細(xì)菌中普遍存在的第二信使分子，是調(diào)控細(xì)菌生物被膜形成的核心元件，整合細(xì)胞內(nèi)外多種調(diào)控因素參與生物被膜形成多個過程的調(diào)控作用。并對病原菌致病因子表達(dá)、運(yùn)動性和細(xì)胞周期等起到調(diào)控作用[22-24]。

3 c-di-GMP調(diào)控系統(tǒng)

1987年 Ross等[25]首次在木葡糖酸醋桿菌Acetobacter xylinum中鑒定出c-di-GMP為纖維素合酶的別構(gòu)激活劑(Allosteric activator)。c-di-GMP是細(xì)菌細(xì)胞內(nèi)復(fù)雜功能的關(guān)鍵調(diào)節(jié)因子，高c-di-GMP水平促進(jìn)胞外多糖產(chǎn)生和表面粘附，促進(jìn)生物被膜形成。而低c-di-GMP水平促進(jìn)鞭毛基因表達(dá)和各種形式的細(xì)胞運(yùn)動，控制細(xì)菌菌體在浮游狀態(tài)(Planktonic state)和生物被膜模式間轉(zhuǎn)換[24]，并與細(xì)菌致病性相關(guān)。

c-di-GMP代謝受合成酶二鳥苷酸環(huán)化酶(DGC)和降解酶磷酸二酯酶(PDE)的表達(dá)與活性調(diào)控。DGC將兩分子的GTP合成c-di-GMP，PDE使c-di-GMP線性化為pGpG，在細(xì)胞中被進(jìn)一步降解為 GMP(圖2)。DGC活性與GGDEF結(jié)構(gòu)域相關(guān)。PDE活性依賴于EAL或HD-GYP結(jié)構(gòu)域。GGDEF結(jié)構(gòu)域含 GG[D/E]EF保守序列，大多數(shù)DGC還含有c-di-GMP結(jié)合的別構(gòu)調(diào)控位點(diǎn)RxxD，位于催化位點(diǎn)上游5個氨基酸處，起到產(chǎn)物抑制的反饋調(diào)節(jié)作用，避免細(xì)胞中過量 GTP消耗并控制c-di-GMP的量[26-27]。EAL結(jié)構(gòu)域由7個分離的保守氨基酸殘基構(gòu)成并螯合Mg2+[28]。HD-GYP結(jié)構(gòu)域蛋白首先在植物病原菌野油菜黃單胞菌Xanthomonas campestris中被鑒定，具有降解c-di-GMP的功能，由7個螺旋緊密折疊形成[29-30]。

圖2 c-di-GMP代謝及生理功能(c-di-GMP由GGDEF結(jié)構(gòu)域蛋白合成，由EAL或HD-GYD結(jié)構(gòu)域蛋白降解，在細(xì)胞內(nèi)具有多種調(diào)節(jié)功能)Fig.2 Schematic representation metabolism and physiological functions ofc-di-GMP.c-di-GMP inY.pestisis synthesized by two GGDEF domain proteins and degraded by EAL or HD-GYD domain proteins.Various cellular functions are regulated byc-di-GMP.

GGDEF、EAL、HD-GYP結(jié)構(gòu)域蛋白廣泛分布于細(xì)菌中，而且許多細(xì)菌編碼蛋白數(shù)量眾多，尤其是γ-變形菌門(Gamma Proteobacteria)，例如銅綠假單胞菌Pseudomonas aeruginosa不同菌株編碼40個左右這類蛋白，大腸桿菌Escherichia coli編碼28個，霍亂弧菌Vibrio cholera編碼高達(dá)56個。并且這些蛋白大多數(shù)含有信號感應(yīng)結(jié)構(gòu)域及空間定位信號(如PAS、REC、HAMP、GAF結(jié)構(gòu)域)，或是信號二次輸出結(jié)構(gòu)域(如HDOD)，及跨膜螺旋等多種定位信號[28,31]，印證了c-di-GMP信號系統(tǒng)多樣性和多水平復(fù)雜的功能。而鼠疫菌的c-di-GMP代謝酶網(wǎng)絡(luò)相對簡化，僅含2個合成酶HmsT、HmsD和1個降解酶HmsP。這些蛋白的表達(dá)及活性受到環(huán)境信號的調(diào)控而影響菌體內(nèi)c-di-GMP的代謝，從而精細(xì)調(diào)控細(xì)菌生物被膜的形成使其適應(yīng)不同的環(huán)境。

4 鼠疫菌c-di-GMP代謝調(diào)控因子及其對生物被膜的影響

4.1 c-di-GMP代謝酶

鼠疫菌含10個編碼 GGDEF及 EAL或HD-GYP結(jié)構(gòu)域的基因，只有hmsT、hmsP及位于hmsCDE操縱子中的hmsD是有功能的，其他的是假基因或是編碼沒有催化功能的蛋白或是不表達(dá)[32-33]。HmsT是內(nèi)膜蛋白，含GGDEF結(jié)構(gòu)域，具有DGC活性，催化鼠疫菌中c-di-GMP合成，正調(diào)節(jié)生物被膜形成[32,34-35]，細(xì)胞內(nèi)多胺在翻譯水平激活hmsT表達(dá)[36]。HmsP含 EAL結(jié)構(gòu)域和GGDEF結(jié)構(gòu)域，但是GGDEF結(jié)構(gòu)域是退化失活的。HmsP EAL結(jié)構(gòu)域具有PDE活性，能夠特異性降解c-di-GMP，負(fù)調(diào)節(jié)生物被膜形成，其中E506和L508氨基酸殘基起到關(guān)鍵作用[35,37]。HmsD在跳蚤體內(nèi)生物被膜形成中起主要作用，HmsT在體外生物被膜形成中起主要作用[33]，說明兩種DGC在不同的條件下受到不同的調(diào)控。而兩種條件下，hmsT、hmsD轉(zhuǎn)錄水平是一樣的，所以兩種環(huán)境條件的調(diào)控作用可能主要發(fā)生在轉(zhuǎn)錄后水平[33]。

HmsD由hmsCDE操縱子編碼，是一個含有GGDEF結(jié)構(gòu)域的DGC，受到HmsC及HmsE蛋白作用的調(diào)控。hmsCDE三基因共轉(zhuǎn)錄，HmsD為內(nèi)膜蛋白，含2個跨膜結(jié)構(gòu)域，分隔開1個周質(zhì)空間結(jié)構(gòu)域(Periplasmic domain，PD)、細(xì)胞質(zhì)側(cè)的1個HAMP信號轉(zhuǎn)換結(jié)構(gòu)域和1個信號輸出結(jié)構(gòu)域GGDEF。HmsC是周質(zhì)空間蛋白，其N末端跨膜結(jié)構(gòu)域介導(dǎo)C末端轉(zhuǎn)運(yùn)到周質(zhì)空間，N末端跨膜結(jié)構(gòu)在 HmsC成熟時被剪切下來。HmsC通過與HmsD的PD結(jié)合而影響HmsD蛋白穩(wěn)定性，抑制 HmsD活性，從而使細(xì)胞中c-di-GMP水平降低，生物被膜形成水平減弱。保守的氨基酸殘基E156對于HmsC的抑制功能是必需的。HmsE為外膜脂蛋白，作用于HmsC抵消其抑制作用而間接激活 HmsD活性。跳蚤體內(nèi)的生物被膜形成實(shí)驗(yàn)同樣印證了 HmsE的激活作用。并且HmsC、HmsE的調(diào)節(jié)功能在各鼠疫菌菌株間是保守的[38-40]。

4.2 Rcs磷酸中繼系統(tǒng)的調(diào)控作用

Rcs磷酸中繼系統(tǒng)(Rcs phosphorelay system)包含蛋白RcsB、RcsC、RcsD及輔助蛋白RcsA。RcsB存在于細(xì)胞質(zhì)中，是信號應(yīng)答調(diào)節(jié)因子，通過與DNA結(jié)合發(fā)生作用。磷酸化激活的RcsB單一作用或是與輔助蛋白RcsA組成RcsAB復(fù)合物，作為轉(zhuǎn)錄調(diào)控因子識別特定的反向重復(fù)序列TAAGAAT-ATTCTTA，與被調(diào)節(jié)基因的啟動子近端序列(Promoter-proximal sequence)結(jié)合，調(diào)控基因表達(dá)[41-42]。被調(diào)節(jié)的基因主要負(fù)責(zé)胞外多糖合成、鞭毛運(yùn)動性及Rcs系統(tǒng)自調(diào)節(jié)。

鼠疫菌由假結(jié)核菌進(jìn)化而來時，rcsA被陰性選擇為無活性的假基因，在鼠疫菌內(nèi)依然能夠表達(dá)，但是沒有生物被膜相關(guān)表型[43]。轉(zhuǎn)化有功能的rcsA到鼠疫菌中表達(dá)時，鼠疫菌不再能夠阻塞跳蚤前胃[44]。鼠疫菌中RcsD可以解除RcsB對hmsT轉(zhuǎn)錄及生物被膜形成的抑制作用，可能是通過使RcsB去磷酸化的方式[43,45]。

單一的RcsB能夠抑制生物被膜形成及c-di-GMP產(chǎn)生，與RcsA組成復(fù)合物RcsAB時，抑制效應(yīng)更強(qiáng)，單一的RcsA則無此效應(yīng)[40,45]。田鼠型201鼠疫菌菌株(Y.pestis Microtusstrain201)的研究表明，RcsAB可以抑制hmsCDE、hmsT、hmsHFRS轉(zhuǎn)錄，并以間接的方式促進(jìn)hmsP表達(dá)。RcsAB與hmsT、hmsHFRS啟動子–10區(qū)及轉(zhuǎn)錄起始位點(diǎn)的特異性結(jié)合位點(diǎn)緊密結(jié)合，阻礙RNA聚合酶進(jìn)入從而抑制轉(zhuǎn)錄。然而hmsCDE的RcsAB結(jié)合位點(diǎn)在啟動子–35區(qū)上游[40,45]。鼠疫菌KIM6+菌株中，RcsB同樣抑制hmsT轉(zhuǎn)錄，而促進(jìn)hmsCDE轉(zhuǎn)錄。不同菌株中，HmsD有不同的調(diào)控機(jī)制，可能受到其他因素的影響，而詳細(xì)的機(jī)制還有待進(jìn)一步的研究[40,46]。

4.3 hmsT3?UTR的調(diào)控作用

Zhu等[44]的研究發(fā)現(xiàn)hmsT3?UTR使mRNA的穩(wěn)定性降低，負(fù)調(diào)控hmsT表達(dá)，從而抑制c-di-GMP合成，負(fù)調(diào)節(jié)鼠疫菌生物被膜形成。研究表明，3?UTR并未通過順式編碼的sRNA介導(dǎo)調(diào)控 mRNA衰減。之前有報(bào)道Hfq抑制hmsT表達(dá)[47-48]，而雙刪除hmsT3?UTR和hfq，hmsTmRNA水平比單一刪除hfq更高，說明Hfq依賴的反式編碼sRNA的調(diào)控作用在3?UTR介導(dǎo)的調(diào)控中并未占據(jù)主要作用。進(jìn)一步的研究揭示了3?UTR包含多個順式作用的調(diào)節(jié)序列共同起到調(diào)節(jié)作用，并且調(diào)節(jié)效應(yīng)是累加性的。多核苷酸磷酸化酶 PNPase在3?UTR介導(dǎo)的hmsTmRNA降解中發(fā)揮作用[44]。

hmsT轉(zhuǎn)錄不受溫度影響，但是在環(huán)境溫度(21℃)時HmsT水平高，在哺乳動物體溫(37℃)時 HmsT水平低，鼠疫菌在從跳蚤寄生到哺乳動物宿主時就經(jīng)歷這樣的生長溫度變化。hmsT3?UTR在37℃時對基因表達(dá)的抑制效應(yīng)比在環(huán)境溫度時更強(qiáng)。故而，鼠疫菌在從跳蚤寄生到哺乳動物宿主時可能經(jīng)歷了3?UTR介導(dǎo)的快速mRNA降解，EPS合成水平降低，同時細(xì)菌毒性增強(qiáng)[44]。

4.4 PhoP/PhoQ調(diào)節(jié)系統(tǒng)的調(diào)控作用

phoPQ存在于2個操縱子中，PhoP起調(diào)節(jié)作用，而PhoQ是感應(yīng)蛋白。在Mg2+濃度低時，PhoQ被磷酸化，進(jìn)而磷酸基團(tuán)被轉(zhuǎn)移到PhoP，磷酸化的PhoP調(diào)節(jié)下游基因表達(dá)。phoPQ操縱子由PhoP自誘導(dǎo)上調(diào)表達(dá)[49]。在鼠疫菌和假結(jié)核菌中PhoP調(diào)節(jié)生物被膜形成。并且假結(jié)核菌中PhoP抑制hmsT表達(dá)，phoP野生型菌株不表達(dá)或很少表達(dá)HmsT[21]。phoP突變株在跳蚤前胃及體外形成的生物被膜粘附性沒有野生型強(qiáng)，更易在收縮蠕動或水流作用力下脫離附著表面，降低鼠疫菌阻塞跳蚤前胃并傳播感染的能力。鼠疫菌感染跳蚤時，由于低pH及其他應(yīng)激條件存在，PhoP/PhoQ被誘導(dǎo)表達(dá)，是鼠疫菌形成生物被膜阻塞跳蚤前胃，促進(jìn)鼠疫菌傳播所必需的[50-51]。

4.5 RovM/RovA的調(diào)控作用

RovM是LysR型轉(zhuǎn)錄因子，對鼠疫菌致病性及生物被膜形成等方面具有廣泛的調(diào)控作用[52]。RovA是鼠疫菌致病性必需的因子[53]。PhoP可直接作用于rovA抑制轉(zhuǎn)錄[54]。RovM 促進(jìn)c-di-GMP產(chǎn)生及生物被膜形成，而RovA起相反的作用，下調(diào)c-di-GMP產(chǎn)生及生物被膜形成。RovM 以劑量依賴性的方式與hmsT、hmsCDE啟動子近端序列結(jié)合直接調(diào)控轉(zhuǎn)錄，促進(jìn)基因表達(dá)。RovM 通過間接的方式調(diào)控hmsHFRS、hmsP轉(zhuǎn)錄，促進(jìn)hmsHFRS表達(dá)，抑制hmsP表達(dá)。RovA與hmsT啟動子近端序列結(jié)合，直接抑制轉(zhuǎn)錄[55-56]，但是對hmsCDE、hmsHFRS和hmsP轉(zhuǎn)錄無調(diào)控作用。

RovM/RovA還可以調(diào)控調(diào)節(jié)基因表達(dá)而間接調(diào)控c-di-GMP代謝及生物被膜形成。RovM可以直接與rovA的啟動子近端序列結(jié)合抑制轉(zhuǎn)錄，并能夠間接抑制phoPQ轉(zhuǎn)錄，以及與自身基因啟動子近端序列結(jié)合，自我激活轉(zhuǎn)錄表達(dá)。RovA可通過調(diào)節(jié)自身啟動子活性，促進(jìn)自身基因表達(dá)，并能夠間接抑制phoPQ轉(zhuǎn)錄。

溫度從26℃變化到37℃時，rovM表達(dá)上調(diào)，rovA表達(dá)下調(diào)[53,56]。在跳蚤體內(nèi)生長時，rovM表達(dá)上調(diào)，rovA表達(dá)下調(diào)，促進(jìn)生物被膜形成[57]。

4.6 鐵吸收調(diào)節(jié)因子Fur的調(diào)控作用

鐵吸收調(diào)節(jié)因子(Fur)在細(xì)菌中具有廣泛的功能，并在鼠疫菌中控制復(fù)雜的調(diào)節(jié)級聯(lián)反應(yīng)，F(xiàn)ur特異性的結(jié)合序列為AATGATAATNATT ATCATT，具有9-1-9的反向重復(fù)結(jié)構(gòu)[58-59]。Fur抑制鼠疫菌 EPS合成并抑制生物被膜形成，hmsT有2個啟動子近端區(qū)域含F(xiàn)ur結(jié)合序列，分別位于起始密碼子上游102–71及283–244處，F(xiàn)ur與hmsT啟動子近端區(qū)域特異性結(jié)合，抑制hmsT轉(zhuǎn)錄。目前尚未發(fā)現(xiàn) Fur對hmsHFRS及hmsCDE的轉(zhuǎn)錄調(diào)節(jié)作用。Fur通過抑制hmsT表達(dá)而抑制c-di-GMP產(chǎn)生，為鼠疫菌生物被膜形成的負(fù)調(diào)節(jié)因子[60]。

4.7 sRNA及伴侶蛋白Hfq的調(diào)控作用

cDNA克隆及RNA測序的方法已經(jīng)被用來鑒定鼠疫菌全基因組水平的sRNA(Small regulatory RNAs)，其中的一些sRNA也已經(jīng)被鑒定出具有特定的基因表達(dá)調(diào)控功能[61-64]。HmsB是第一個被報(bào)道具有生物被膜形成調(diào)控作用的sRNA[65]。hmsB位于hmsC與其上游基因的間隔序列，長262 bp，與hmsC向相反方向轉(zhuǎn)錄。HmsB促進(jìn)c-di-GMP濃度水平上升及生物被膜胞外多糖合成。HmsB促進(jìn)生物被膜正調(diào)控基因hmsT、hmsCDE、hmsHFRS及自身的啟動子活性，促進(jìn)轉(zhuǎn)錄。而hmsB突變菌株，hmsPmRNA及蛋白水平均上調(diào)，但是并不影響hmsP的啟動子活性，可見HmsB可能在轉(zhuǎn)錄后水平負(fù)調(diào)控hmsP基因表達(dá)[65]。然而，是否 HmsB也與hmsT、hmsCDE、hmsHFRS及hmsBmRNA翻譯起始區(qū)域作用而調(diào)控翻譯過程，或者是基因的轉(zhuǎn)錄因子或是轉(zhuǎn)錄抑制因子受到調(diào)控而調(diào)控基因轉(zhuǎn)錄過程還有待進(jìn)一步的研究闡明。

鼠疫菌進(jìn)化中獲得的質(zhì)粒 pPCP1編碼的sRNA HmsA在轉(zhuǎn)錄水平促進(jìn)hmsHFRS表達(dá)，在轉(zhuǎn)錄后水平促進(jìn)hmsT及hmsCDE表達(dá)。另外HmsA在轉(zhuǎn)錄后水平通過促進(jìn)hmsBmRNA穩(wěn)定性促進(jìn)hmsB表達(dá)。HmsA還在轉(zhuǎn)錄水平抑制rovA、促進(jìn)rovM表達(dá)[66]。HmsA的調(diào)控作用依賴于伴侶蛋白Hfq的作用[63]。

Hfq協(xié)助sRNA的基因表達(dá)調(diào)控作用，促進(jìn)并穩(wěn)定 sRNA與靶向的mRNA相互作用，Hfq還能調(diào)控適當(dāng)水平的sRNA表達(dá)，并保護(hù)sRNA不被核酸酶降解[67-68]。在體外實(shí)驗(yàn)中，Hfq作用于hmsP啟動子區(qū)域，在轉(zhuǎn)錄水平促進(jìn)hmsP表達(dá)，同時作用于hmsTmRNA在轉(zhuǎn)錄后水平抑制hmsT表達(dá)，從而抑制c-di-GMP產(chǎn)生及生物被膜形成。在 BHI培養(yǎng)基中，Hfq負(fù)調(diào)控生物被膜形成，并且調(diào)控作用不受溫度影響[48]。然而在含0.2%半乳糖的TMH培養(yǎng)基中，Hfq正調(diào)控生物被膜形成[51]?？梢姯h(huán)境和營養(yǎng)條件可能對 Hfq對生物被膜的調(diào)控作用有影響。Hfq對于鼠疫菌在跳蚤前胃形成生物被膜是必需的，hfq突變菌株不能在跳蚤前胃形成生物被膜并阻塞前胃[47]。

4.8 環(huán)境條件的調(diào)控作用

除了細(xì)胞內(nèi)調(diào)控因子，環(huán)境條件也對c-di-GMP代謝具有顯著的調(diào)控作用。hmsT在26℃時表達(dá)水平高，溫度過渡到37℃時HmsT蛋白被大量降解。與26℃相比，37℃時HmsP的酶活性也顯著提高。二者可能均參與了鼠疫菌生物被膜形成的溫度調(diào)控作用，HmsT可能在其中起到主要作用[37,69]。

Ren等[70]之前的工作選擇了12個體外條件模擬跳蚤消化道內(nèi)的條件，以評價不同的條件對c-di-GMP代謝和生物被膜形成的調(diào)控作用，即溫度、二硫蘇糖醇(Dithiothreitol，DTT)、蔗糖、CaCl2、MgCl2、FeCl2、CuSO4、NaCl、十二烷基硫酸鈉(Sodium dodecyl sulfate，SDS)、2,2’-聯(lián)吡啶(2,2’-dipyridyl DIP)、氧化環(huán)境(H2O2)、酸性條件(pH5)。

在4mmol/L CaCl2、4mmol/L MgCl2、2mmol/L FeCl2、100mmol/L DIP、1mmol/L CuSO4、0.01%SDS、6%蔗糖、4mmol/L DTT、10mmol/L H2O2、4% NaCl、pH5、21℃、26℃、37℃條件時，細(xì)菌生長沒有受到顯著影響，在此濃度條件下，蔗糖、CuSO4、CaCl2、SDS和 DTT存在時，c-di-GMP濃度上升，生物被膜形成增加；在溫度上升，及 FeCl2、NaCl條件下時，c-di-GMP濃度下降，生物被膜形成減少；H2O2、DIP作用時，生物被膜及c-di-GMP濃度均不受影響。而溫度下降及 MgCl2作用時，生物被膜形成增加，但c-di-GMP水平?jīng)]有顯著改變，也許是通過影響其他調(diào)節(jié)因子而調(diào)控生物被膜形成。

同樣濃度條件下，CaCl2作用時，hmsT轉(zhuǎn)錄水平上升，蛋白水平也提高。37℃時，hmsT轉(zhuǎn)錄水平上升，但是蛋白水平降低到了0.52倍。21℃時hmsT轉(zhuǎn)錄水平降低，但是蛋白水平上升到1.41倍。hmsT表達(dá)受到溫度及滲透壓的轉(zhuǎn)錄后水平調(diào)控。而hmsP在NaCl、37℃、pH5、DTT條件下時，轉(zhuǎn)錄水平上升，但是蛋白水平?jīng)]有受到顯著影響，說明這些條件是轉(zhuǎn)錄后水平的調(diào)控作用，SDS作用時轉(zhuǎn)錄水平下降，蛋白水平也下降。hmsCDE在FeCl2和NaCl作用時，轉(zhuǎn)錄水平降低，HmsD蛋白水平降低。DTT作用時轉(zhuǎn)錄水平上升，HmsD蛋白水平也上升，hmsD表達(dá)受到轉(zhuǎn)錄水平的調(diào)控。但是在CaCl2、MgCl2、CuSO4、21℃條件下時，hmsC表達(dá)水平上升，F(xiàn)eCl2、NaCl、蔗糖、pH5、37℃作用時，表達(dá)水平下降。CaCl2、NaCl、蔗糖、pH5、37℃作用時，hmsE表達(dá)降低。相比較HmsD，HmsC和HmsE在轉(zhuǎn)錄后水平受到更多因素的調(diào)控。不同的環(huán)境條件調(diào)節(jié)三種代謝酶的表達(dá)水平，調(diào)控c-di-GMP代謝，進(jìn)而精細(xì)調(diào)控調(diào)控生物被膜形成[70]。

5 展望

鼠疫菌可在跳蚤消化道定殖并在前胃形成生物被膜，這一特性對于其以跳蚤作為媒介的高效傳播具有關(guān)鍵的作用。越來越多的研究證明了c-di-GMP在鼠疫菌生物被膜形成的調(diào)控網(wǎng)絡(luò)中的核心作用。鼠疫菌生物被膜形成及c-di-GMP代謝調(diào)控通路的研究已經(jīng)取得了大量進(jìn)展，相關(guān)的研究有利于揭示鼠疫預(yù)防和治療新的靶點(diǎn)。然而c-di-GMP調(diào)節(jié)網(wǎng)絡(luò)包含了4個構(gòu)件：接受環(huán)境信號及細(xì)胞內(nèi)信號的DGC和 PDE、c-di-GMP直接結(jié)合并別構(gòu)激活的效應(yīng)分子以及效應(yīng)分子作用的靶點(diǎn)，最終產(chǎn)生調(diào)節(jié)作用[24]。文章中描述了多種調(diào)節(jié)因子對c-di-GMP代謝及鼠疫菌生物被膜形成相關(guān)調(diào)節(jié)基因的表達(dá)調(diào)控作用，但是c-di-GMP受體卻還未有任何報(bào)道，還有待更多的研究去發(fā)現(xiàn)，而其他細(xì)菌的c-di-GMP受體已經(jīng)有了一些發(fā)現(xiàn)，如多種細(xì)菌所含的PilZ結(jié)構(gòu)域，銅綠假單胞菌的轉(zhuǎn)錄因子FleQ[71]。另一方面，作用于c-di-GMP調(diào)節(jié)網(wǎng)絡(luò)的環(huán)境信號及細(xì)胞內(nèi)信號以及hmsHFRS、hmsT、hmsD和hmsP受到的更具體的表達(dá)調(diào)控機(jī)制還需要更多的研究去填補(bǔ)，以豐富鼠疫菌傳播及致病的知識信息網(wǎng)絡(luò)。病原體的傳播方式與傳染病大暴發(fā)的條件息息相關(guān)，故而相關(guān)的機(jī)制闡明均能在一定程度上有益于鼠疫的預(yù)防和控制研究。

[1]Bacot AW.LXXXI.Further notes on the mechanism of the transmission of plague by fleas.J Hyg,1915,14(S):774–776.3.

[2]R?mling U, Amikam D.Cyclic di-GMP as a second messenger.Curr Opin Microbiol,2006,9(2):218–228.

[3]Costerton JW, Geesey GG, Cheng KJ.How bacteria stick.Sci Am,1978,238(1):86–95.

[4]B?ckelmann U, Janke A, Kuhn R, et al.Bacterial extracellular DNA forming a defined network-like structure.FEMS Microbiol Lett,2006,262(1):31–38.

[5]Jennings LK, Storek KM, Ledvina HE, et al.Pel is a cationic exopolysaccharide that cross-links extracellular DNA in thePseudomonas aeruginosabiofilm matrix.Proc Natl Acad Sci USA,2015,112(36):11353–11358.

[6]West SA, Griffin AS, Gardner A, et al.Social evolution theory for microorganisms.Nat Rev Microbiol,2006,4(8):597–607.

[7]Flemming HC, Wingender J, Szewzyk U, et al.Biofilms: an emergent form of bacterial life.Nat Rev Microbiol,2016,14(9):563–575.

[8]Walters III MC, Roe F, Bugnicourt A, et al.Contributions of antibiotic penetration, oxygen limitation, and low metabolic activity to tolerance ofPseudomonasaeruginosabiofilms to ciprofloxacin and tobramycin.Antimicrob Agents Chemother,2003,47(1):317–323.

[9]Choi CQ.Bug vs.superbug.Hungry microbes can hunt down drug-resistant superbugs.Sci Am,2013,309(2):24.

[10]Rasmussen S, Allentoft ME, Nielsen K, et al.Early divergent strains ofYersiniapestisin Eurasia5000 years ago.Cell,2015,163(3):571–582.

[11]Perry RD, Fetherston JD.Yersiniapestis——etiologic agent of plague.Clin Microbiol Rev,1997,10(1):35–66.

[12]Erickson DL, Jarrett CO, Wren BW, et al.Serotype differences and lack of biofilm formation characterizeYersiniapseudotuberculosisinfection of theXenopsyllacheopisfleavector ofYersinia pestis.J Bacteriol,2006,188(3):1113–1119.

[13]Sun YC, Jarrett CO, Bosio CF, et al.Retracing the evolutionary path that led to flea-borne transmission ofYersiniapestis.Cell Host Microbe,2014,15(5):578–586.

[14]Lorange EA, Race BL, Sebbane F, et al.Poor vector competence of fleas and the evolution of hypervirulence inYersiniapestis.J Infect Dis,2005,191(11):1907–1912.

[15]Hinnebusch BJ, Perry RD, Schwan TG.Role of theYersiniapestishemin storage(hms)locus in the transmission of plague by fleas.Science,1996,273(5273):367–370.

[16]Hinnebusch BJ, Erickson DL.Yersiniapestisbiofilm in the flea vector and its role in the transmission of plague.In: Romeo T, Ed.BacterialBiofilms.Berlin Heidelberg: Springer,2008:229–248.

[17]Jarrett CO, Deak E, Isherwood KE, et al.Transmission ofYersiniapestisfrom an infectious biofilm in the flea vector.J Infect Dis,2004,190(4):782–792.

[18]Abu Khweek A, Fetherston JD, Perry RD.Analysis of HmsH and its role in plague biofilm formation.Microbiology,2010,156(5):1424–1438.

[19]Bobrov AG, Kirillina O, Forman S, et al.Insights intoYersiniapestisbiofilm development: topology and co-interaction of Hms inner membrane proteins involved in exopolysaccharide production.Environ Microbiol,2008,10(6):1419–1432.

[20]Darby C.Uniquely insidious:Yersiniapestisbiofilms.Trends Microbiol,2008,16(4):158–164.

[21]Sun YC, Koumoutsi A, Darby C.The response regulator PhoP negatively regulatesYersinia pseudotuberculosisandYersiniapestisbiofilms.FEMS Microbiol Lett,2009,290(1):85–90.

[22]Duerig A, Abel S, Folcher M, et al.Second messenger-mediated spatiotemporal control of protein degradation regulates bacterial cell cycle progression.Genes Dev,2009,23(1):93–104.

[23]McDougald D, Rice SA, Barraud N, et al.Should we stay or should we go: mechanisms and ecological consequences for biofilm dispersal.Nat Rev Microbiol,2011,10(1):39–50.

[24]Hengge R.Principles ofc-di-GMP signalling in bacteria.Nat Rev Microbiol,2009,7(4):263–273.

[25]Ross P, Weinhouse H, Aloni Y, et al.Regulation of cellulose synthesis inAcetobacterxylinumby cyclic diguanylic acid.Nature,1987,325(6101):279–281.

[26]Malone JG, Williams R, Christen M, et al.The structure-function relationship of WspR, aPseudomonasfluorescensresponse regulator with a GGDEF output domain.Microbiology,2007,153(4):980–994.

[27]Christen B, Christen M, Paul R, et al.Allosteric control of cyclic di-GMP signaling.J Biol Chem,2006,281(42):32015–32024.

[28]Seshasayee ASN, Fraser GM, Luscombe NM.Comparative genomics of cyclic-di-GMP signalling in bacteria: post-translational regulation and catalytic activity.Nucleic Acids Res,2010,38(18):5970–5981.

[29]Ryan RP, Fouhy Y, Lucey JF, et al.Cell-cell signaling inXanthomonascampestrisinvolves an HD-GYP domain protein that functions in cyclic di-GMP turnover.Proc Natl Acad Sci USA,2006,103(17):6712–6717.

[30]Krasteva PV, Giglio KM, Sondermann H.Sensing the messenger: the diverse ways that bacteria signal throughc-di-GMP.Protein Sci,2012,21(7):929–948.

[31]Wolfe AJ, Visick KL.Get the message out:cyclic-Di-GMP regulates multiple levels of flagellum-based motility.J Bacteriol,2008,190(2):463–475.

[32]Bobrov AG, Kirillina O, Ryjenkov DA, et al.Systematic analysis of cyclic di-GMP signalling enzymes and their role in biofilm formation and virulence inYersiniapestis.Mol Microbiol,2011,79(2):533–551.

[33]Sun YC, Koumoutsi A, Jarrett C, et al.Differential control ofYersiniapestisbiofilm formationin vitroand in the flea vector by twoc-di-GMP diguanylate cyclases.PLoS ONE,2011,6(4):e19267.

[34]Jones HA, Lillard JW Jr, Perry RD.HmsT, a protein essential for expression of the haemin storage(Hms+)phenotype ofYersiniapestis.Microbiology,1999,145(8):2117–2128.

[35]Kirillina O, Fetherston JD, Bobrov AG, et al.HmsP, a putative phosphodiesterase, and HmsT, a putative diguanylate cyclase, control Hms-dependent biofilm formation inYersiniapestis.Mol Microbiol,2004,54(1):75–88.

[36]Wortham BW, Oliveira MA, Fetherston JD, et al.Polyamines are required for the expression of key Hms proteins important forYersiniapestisbiofilm formation.Environ Microbiol,2010,12(7):2034–2047.

[37]Bobrov AG, Kirillina O, Perry RD.The phosphodiesterase activity of the HmsP EAL domain is required for negative regulation of biofilm formation inYersiniapestis.FEMS Microbiol Lett,2005,247(2):123–130.

[38]Ren GX, Yan HQ, Zhu H, et al.HmsC, a periplasmic protein, controls biofilm formation via repression of HmsD, a diguanylate cyclase inYersiniapestis.Environ Microbiol,2014,16(4):1202–1216.

[39]Bobrov AG, Kirillina O, Vadyvaloo V, et al.TheYersiniapestisHmsCDE regulatory system is essential for blockage of the oriental rat flea(Xenopsyllacheopis), a classic plague vector.Environ Microbiol,2015,17(4):947–959.

[40]Fang N, Yang HY, Fang HH, et al.RcsAB is a major repressor ofYersiniabiofilm development through directly acting onhmsCDE,hmsT, andhmsHFRS.Sci Rep,2015,5:9566.

[41]Majdalani N, Gottesman S.The Rcs phosphorelay:a complex signal transduction system.Annu Rev Microbiol,2005,59(1):379–405.

[42]Huang YH, Ferrieres L, Clarke DJ.The role of the Rcs phosphorelay in Enterobacteriaceae.Res Microbiol,2006,157(3):206–212.

[43]Sun YC, Hinnebusch BJ, Darby C.Experimental evidence for negative selection in the evolution of aYersiniapestispseudogene.Proc Natl Acad Sci USA,2008,105(23):8097–8101.

[44]Zhu H, Mao XJ, Guo XP, et al.ThehmsT3? untranslated region mediates c-di-GMP metabolism and biofilm formation inYersinia pestis.Mol Microbiol,2016,99(6):1167–1178.

[45]Sun YC, Guo XP, Hinnebusch BJ, et al.TheYersiniapestisRcs phosphorelay inhibits biofilm formation by repressing transcription of the diguanylate cyclase genehmsT.J Bacteriol,2012,194(8):2020–2026.

[46]Guo XP, Ren GX, Zhu H, et al.Differential regulation of the hmsCDE operon inYersinia pestisandYersiniapseudotuberculosisby the Rcs phosphorelay system.Sci Rep,2015,5:8412.

[47]Bellows LE, Koestler BJ, Karaba SM, et al.Hfq-dependent, co-ordinate control of cyclic diguanylate synthesis and catabolism in the plague pathogenYersiniapestis.Mol Microbiol,2012,86(3):661–674.

[48]Rempe KA, Hinz AK, Vadyvaloo V.Hfq regulates biofilm gut blockage that facilitates flea-borne transmission ofYersiniapestis.J Bacteriol,2012,194(8):2036–2040.

[49]Groisman EA.The pleiotropic two-component regulatory system PhoP-PhoQ.J Bacteriol,2001,183(6):1835–1842.

[50]Rebeil R, Jarrett CO, Driver JD, et al.Induction of theYersiniapestisPhoP-PhoQ regulatory system in the flea and its role in producing a transmissible infection.J Bacteriol,2013,195(9):1920–1930.

[51]Vadyvaloo V, Viall AK, Jarrett CO, et al.Role of the PhoP-PhoQ gene regulatory system in adaptation ofYersiniapestisto environmental stress in the flea digestive tract.Microbiology,2015,161(6):1198–1210.

[52]Vadyvaloo V, Hinz AK. A LysR-type transcriptional regulator, RovM, senses nutritional cues suggesting that it is involved in metabolic adaptation ofYersiniapestisto the flea gut.PLoS ONE,2015,10(9): e0137508.

[53]Cathelyn JS, Crosby SD, Lathem WW, et al.RovA,a global regulator ofYersiniapestis, specifically required for bubonic plague.Proc Natl Acad Sci USA,2006,103(36):13514–13519.

[54]Zhang YQ, Gao H, Wang L, et al.Molecular characterization of transcriptional regulation ofrovAby PhoP and RovA inYersiniapestis.PLoS ONE,2011,6(9): e25484.

[55]Tan L, Darby C.Yersiniapestisis viable with endotoxin composed of only lipid A.J Bacteriol,2005,187(18):6599–6600.

[56]Liu L, Fang HH, Yang HY, et al.Reciprocal regulation ofYersiniapestisbiofilm formation and virulence by RovM and RovA.Open Biol,2016,6(3):150198.

[57]Vadyvaloo V, Jarrett C, Sturdevant DE, et al.Transit through the flea vector induces a pretransmission innate immunity resistance phenotype inYersiniapestis.PLoS Pathog,2010,6(2): e1000783.

[58]Zhou DS, Qin L, Han YP, et al.Global analysis of iron assimilation and fur regulation inYersinia pestis.FEMS Microbiol Lett,2006,258(1):9–17.

[59]Gao H, Zhou DS, Li YL, et al.The iron-responsive Fur regulon inYersiniapestis.J Bacteriol,2008,190(8):3063–3075.

[60]Sun FJ, Gao H, Zhang YQ, et al.Fur is a repressor of biofilm formation inYersiniapestis.PLoS ONE,2012,7(12): e52392.

[61]Qu Y, Bi LJ, Ji XL, et al.Identification by cDNA cloning of abundant sRNAs in a human-avirulentYersiniapestisstrain grown under five different growth conditions.Future Microbiol,2012,7(4):535–547.

[62]Beauregard A, Smith E, Petrone B, et al.Identification and characterization of small RNAs inYersiniapestis.RNA Biol,2013,10(3):397–405.

[63]Yan YF, Su SC, Meng XR, et al.Determination of sRNA expressions by RNA-seq inYersiniapestisgrowninvitroand during infection.PLoS ONE,2013,8(9): e74495.

[64]Schiano CA, Koo JT, Schipma MJ, et al.Genome-wide analysis of small RNAs expressed byYersiniapestisidentifies a regulator of the Yop-Ysc type III secretion system.J Bacteriol,2014,196(9):1659–1670.

[65]Fang N, Qu S, Yang HY, et al.HmsB enhances biofilm formation inYersiniapestis.Front Microbiol,2014,5:685.

[66]Liu ZZ, Gao XF, Wang HD, et al.Plasmid pPCP1-derived sRNA HmsA promotes biofilm formation ofYersiniapestis.BMC Microbiol,2016,16:176.

[67]Vogel J, Luisi BF.Hfq and its constellation of RNA.Nat Rev Microbiol,2011,9(8):578–589.

[68]Brennan RG, Link TM.Hfq structure, function and ligand binding.Curr Opin Microbiol,2007,10(2):125–133.

[69]Perry RD, Bobrov AG, Kirillina O, et al.Temperature regulation of the hemin storage(Hms+)phenotype ofYersiniapestisis posttranscriptional.J Bacteriol,2004,186(6):1638–1647.

[70]Ren GX, Fan S, Guo XP, et al.Differential regulation ofc-di-GMP metabolic enzymes by environmental signals modulates biofilm formation inYersiniapestis.Front Microbiol,2016,7:821.

[71]Hickman JW, Harwood CS.Identification of FleQ fromPseudomonasaeruginosaas ac-di-GMP-responsive transcription factor.Mol Microbiol,2008,69(2):376–389.

(本文責(zé)編 陳宏宇)

Regulation ofc-di-GMP metabolism and biofilm formation inYersinia pestis

Juping Zhao, and Yicheng Sun
Institute of Pathogen Biology,Chinese Academy of Medical Sciences and Peking Union Medical College,Beijing100730,China

Yersinia pestis,the cause of plague, is transmitted by flea bite.Y.pestisforms a biofilm in the proventriculus of its flea vector to enhance transmission.Biofilm formation inY.pestisis positively regulated by the intracellular levels of the second messenger cyclic diguanylate(c-di-GMP).Thec-di-GMP inY.pestisis synthesized by two diguanylate cyclases(DGC), HmsT and HmsD, and degraded by phosphodiesterase(PDE), HmsP.Here we summarized the regulators that modulatec-di-GMP metabolism and biofilm formation inY.pestisand discussed their regulatory mechanism.

Yersinia pestis, biofilm,c-di-GMP, diguanylate cyclases, phosphodiesterase

February25,2017;Accepted:June5,2017

Yicheng Sun.Tel: +86-10-67837366; E-mail: sunyc@ipbcams.ac.cn

趙菊平, 孫義成.鼠疫耶爾森氏菌環(huán)二鳥苷酸代謝及生物被膜形成調(diào)控研究進(jìn)展.生物工程學(xué)報(bào),2017,33(9):1513–1524.

Zhao JP, Sun YC.Regulation ofc-di-GMP metabolism and biofilm formation inYersinia pestis.Chin J Biotech,2017,33(9):1513–1524.

Supported by:National Natural Science Foundation of China(No.31670139).

國家自然科學(xué)基金(No.31670139)資助。

時間：2017-06-19

http://kns.cnki.net/kcms/detail/11.1998.Q.20170619.1533.001.html

孫義成 博士，副研究員，碩士生導(dǎo)師。先后畢業(yè)于北京理工大學(xué)和北京大學(xué)，美國國家衛(wèi)生研究院(NIH)過敏及傳染病研究所(NIAID)博士后。現(xiàn)任中國醫(yī)學(xué)科學(xué)院/北京協(xié)和醫(yī)學(xué)院病原生物學(xué)研究所課題組組長，主要從事病原菌生物被膜的形成及調(diào)控機(jī)制研究。作為第一作者或通訊作者在Cell Host & Microbe、Proc Natl Acad Sci USA、Environ Micobiol和Mol Micobiol等雜志發(fā)表論文多篇。主持或參與國家自然科學(xué)基金面上項(xiàng)目、國家重點(diǎn)研發(fā)計(jì)劃及973計(jì)劃等多項(xiàng)國家級科研項(xiàng)目。兼任Scientific Reports和Fronti Microbiol的學(xué)術(shù)編輯。