顧 軍 高永靜 姜保春

（南通大學航海醫(yī)學研究所疼痛研究室，南通226019）

?論 著?

趨化因子CXCL16及受體CXCR6在神經(jīng)病理性疼痛小鼠背根神經(jīng)節(jié)中的表達變化*

顧 軍 高永靜 姜保春△

（南通大學航海醫(yī)學研究所疼痛研究室，南通226019）

目的：檢測神經(jīng)病理性疼痛小鼠背根神經(jīng)節(jié)(dorsal root ganglion, DRG)中CXC型趨化因子配體16 (C-X-C Motif Chemokine Ligand 16, CXCL16)及其受體CXCR6的表達情況，探討CXCL16在疼痛的發(fā)生發(fā)展過程中所發(fā)揮的作用。方法：采用ICR小鼠進行坐骨神經(jīng)分支選擇性損傷(spared nerve injury, SNI)，誘導神經(jīng)病理性疼痛，取術側不同時間點L4～6節(jié)段DRG，通過實時定量PCR、Western Blot和免疫熒光的方法，檢測SNI后CXCL16和CXCR6的mRNA和蛋白表達變化；鞘內(nèi)注射CXCL16重組多肽，觀察對疼痛行為的影響。結果：①SNI 3 d后可見小鼠DRG中Cxcl16 mRNA的表達顯著增加(P＜ 0.001)，可持續(xù)至14 d (P＜ 0.001)， SNI后7 d CXCL16蛋白表達也顯著增加(P＜ 0.05)，免疫熒光結果表明CXCL16主要分布在DRG中小型神經(jīng)元中；②CXCR6的mRNA和蛋白在SNI 7 d顯著增加(P＜ 0.05)；③鞘內(nèi)注射CXCL16多肽引起小鼠機械性觸誘發(fā)痛。結論：外周神經(jīng)損傷誘導CXCL16和CXCR6在DRG表達增加，CXCL16能夠導致痛覺過敏，提示它可能在神經(jīng)病理性疼痛中發(fā)揮作用。

神經(jīng)病理性疼痛；背根神經(jīng)節(jié)；趨化因子；CXCL16；CXCR6

神經(jīng)病理性疼痛是由原發(fā)性神經(jīng)系統(tǒng)損害或功能障礙引起的疼痛，目前發(fā)病機制還不完全清楚，臨床治療藥物療效有限，而且許多病人需要忍受長期的藥物副作用，成為臨床上一種難治的疾病。開發(fā)新的治療手段和藥物需要對神經(jīng)病理性疼痛發(fā)病機制做深入研究，尋找新治療靶點。疼痛是宿主防御機制的一個主要組成部分，也是炎癥反應的一個重要特征，反之，促炎介質(zhì)也有可能導致疼痛發(fā)生[1]。近年有大量研究表明神經(jīng)病理性疼痛與炎癥相關，尤其是在背根神經(jīng)節(jié)(dorsal root ganglion, DRG)和脊髓節(jié)段[2]。當外周神經(jīng)損傷后，背根神經(jīng)節(jié)中的衛(wèi)星膠質(zhì)細胞、神經(jīng)元和外周浸潤的T細胞、巨噬細胞分泌的細胞因子和趨化因子作用在其受體后能夠改變DRG神經(jīng)元的離子通道活性和興奮性，介導慢性疼痛的發(fā)生和維持[2,3]。例如，完全弗氏佐劑(complete Freund's adjuvant, CFA)能夠誘導DRG神經(jīng)元中CXC型趨化因子配體13 (C-X-C Motif Chemokine Ligand 13, CXCL13)和它的受體CXCR5表達升高，CXCL13/CXCR5軸激活后能夠促進促細胞分裂原活化蛋白激酶p38磷酸化，進而增強電壓門控鈉離子通道1.8 (Voltage-Gated Sodium Channel Subunit Alpha 1.8, NaV1.8) 電流，引起痛覺過敏[4]。Zhang等研究發(fā)現(xiàn)DRG神經(jīng)元中有CCL3和其受體CCR1的表達，當CCL3/CCR1軸激活后能夠增強TRPV1對辣椒素的響應，增強胞內(nèi)鈣信號，小鼠鞘內(nèi)注射CCL3顯著降低熱板反應的潛伏期[5]?；熕幾仙即伎烧T導DRG神經(jīng)元中CX3CL1表達升高，引起巨噬細胞浸潤和機械性痛覺過敏[6]。CXCL16是CXC超家族的一員。CXCR6是CXCL16的唯一受體，屬G蛋白偶聯(lián)受體家族。CXCL16與CXCR6結合后，可調(diào)控免疫系統(tǒng)發(fā)育[7]、血管生成[8]、腫瘤惡化[9]、免疫炎癥細胞募集和激活[10]等生物過程。為了明確CXCL16和CXCR6在神經(jīng)病理性疼痛中在DRG的表達和作用，本研究采用小鼠坐骨神經(jīng)分支選擇性損傷 (spared nerve injury, SNI) 模型，觀察CXCL16和CXCR6在DRG中的表達時程和定位，驗證當CXCL16/CXCR6軸激活后對疼痛行為的影響，探討其作為疼痛治療靶點的可能性，豐富疼痛調(diào)控機制理論。

方 法

1.材料

動物：健康成年雄性ICR小鼠，由南通大學動物實驗中心提供。

試劑和藥品：CXCL16抗體和CXCR6抗體（武漢博士德公司）； CXCL16 重組多肽（美國PeproTech）；BCA蛋白濃度測定試劑盒（美國Thermal Scienti fi c）；TRIzol試劑（美國Invitrogen）；逆轉錄酶和SYBR Premix Ex Taq II（日本Takara）；Cy3標記的熒光二抗（美國Jackson）；其余化學試劑由美國sigma公司提供。

實驗所用主要儀器：熒光定量PCR儀Light-Cycler96（瑞士Roche）；電泳儀（美國Bio-Rad）；正置熒光顯微鏡DM4000B（德國Leica）；Odyssey雙色紅外熒光掃描儀（美國LI-COR）；多功能酶標儀（美國BioTek）。

2.方法

（1）SNI疼痛模型建立

采用Decosterd和Woolf建立的SNI[11]外周神經(jīng)損傷疼痛模型。ICR小鼠經(jīng)復合麻藥腹腔注射麻醉后，剃毛消毒，沿脛骨切開皮膚，鈍性分離肌肉組織，用玻璃分針找到脛神經(jīng)和腓總神經(jīng)，將二者結扎后于遠中樞端剪斷，保持完整的腓腸神經(jīng)，逐層縫合肌肉、筋膜和皮膚，消毒后放至溫暖處等待小鼠蘇醒。假手術組操作過程同上，但不結扎和剪斷神經(jīng)。

（2）行為學實驗測定

在室溫下將小鼠放置機械痛行為測定架上適應至安靜，連續(xù)3天，適應時應禁食、禁水，時間在09:00～17:00，適應結束用von Frey fi lament進行小鼠爪底刺激。機械痛測定采用Dixon建立的“up and down”方法，用von Frey fi lament檢測小鼠爪底閾值，先使用0.16 g 的von Frey fi lament 刺激小鼠爪底，觀察縮爪反應，如果5次中有3次及以上出現(xiàn)縮足、甩足、舔足，則記為疼痛X，反之為O；如果是X，則選用小一級的von Frey fi lament刺激爪底，反之則選用大一級的von Frey fi lament刺激。最大級von Frey fi lament為2.0 g，最小級von Frey fi lament為0.02 g。最后得到一組數(shù)據(jù)，一般為6個字符(如OOXOXO)或者5個字符的OOOOO和4個字符的XXXX，換算后得到縮爪閾值Paw withdrawal threshold (g)?？s爪閾值越低，表示痛覺過敏越嚴重。

（3）實時熒光定量PCR

小鼠經(jīng)異氟烷麻醉后用20 ml生理鹽水心臟灌流，取L4-6DRG。TRIzol法提取總RNA，測定濃度后將1 μg RNA逆轉為cDNA，在LightCycler 96中進行實時PCR反應。引物序列由Invitrogen公司合成：CXCL16 Forward 5'- ATA CCG CAG GGT ACT TTG GAT-3'，Reverse 5'-CTG CAA CTG GAA CCT GAT AAA GA-3'；CXCR6 Forward 5'-GAG TCA GCT CTG TAC GAT GGG-3'，Reverse 5'- TCC TTG AAC TTT AGG AAG CGT TT-3'；GAPDH Forward 5'- AAA TGG TGA AGG TCG GTG TGA AC -3'，Reverse 5'- CAA CAA TCT CCA CTT TGC CAC TG-3'。PCR擴增條件為：預變性（95℃，600 s）；擴增循環(huán)45次，（95℃，10 s；60℃，10 s；72℃，10 s）；溶解（95℃，10 s；65℃，60 s；97℃，1 s）。

（4）Western Blot 蛋白分析

小鼠灌注取材同PCR分析。加入RIPA裂解液70 μl裂解DRG組織，冰上電動勻漿后在冰上靜置30 min。4℃，15 000 rpm 離心18 min，吸取上清，即得蛋白溶液。所得蛋白經(jīng)雙蒸水稀釋8倍后，用BCA法測定蛋白濃度。每孔加入30 μg蛋白進行電泳，濕法轉膜將蛋白轉移到PVDF膜上；5% BSA室溫封閉2 h，4℃一抗過夜孵育（CXCL16，1:200；CXCR6，1:500）；次日室溫復溫1 h后TBST洗3次，每次15 min；用5% BSA稀釋熒光二抗，室溫孵育2 h；TBST洗3次，每次15 min，顯影。

（5）免疫熒光

小鼠經(jīng)異氟烷吸入麻醉后，用4% 多聚甲醛灌注固定。取小鼠L5-DRG，4% 多聚甲醛后固定2 h，再先后于20%、30%蔗糖溶液中脫水沉底，冰凍切片機切片，厚度為14 μm。免疫熒光染色：PBS (0.01M，pH值7.4)洗片3次，每次20 min；加5%羊血清室溫封閉2 h；加一抗(CXCL16，1:200, 博士德；CXCR6，1:500，博士德；CGRP,1:5 000, Sigma-Aldrich；NF200，1:500，Millipore；IB4，1:50，Sigma-Aldrich)，4℃過夜孵育；次日復溫至室溫后PBS洗3次，每次15 min；分別加入Cy3和 Alexa 488標記的熒光二抗(1:1 000，Jackson ImmunoResearch)；室溫孵育2 h，PSB洗3次，每次20 min，晾干，封片劑封片；正置熒光顯微鏡下拍照觀察。

（6）圖像和統(tǒng)計學處理

熒光實時定量PCR采用2-△△CT方法分析。用ImageJ軟件分析目的蛋白和內(nèi)參蛋白的平均光密度值，比值作為各組蛋白相對表達量。采用Twoway repeated measures ANOVA分析行為學結果。分別用One-way ANOVA和 Student'st-test方法分析定量PCR和Western Blot結果。數(shù)據(jù)表示采用均數(shù)±標準誤(±SEM)，P= 0.05為統(tǒng)計學臨界值。

結 果

1.坐骨神經(jīng)分支選擇性結扎（SNI）可顯著降低小鼠機械痛閾。

在SNI術后第1d、3d、7d，14d采用von Frey fi lament檢測同側小鼠爪底閾值。結果顯示，與對照組相比，手術組小鼠在1d (P＜0.01)、3d(P＜0.001)、7d (P＜0.01)、14d(P＜0.001)的機械性縮爪閾值顯著降低（見圖1），假手術組無顯著變化。

2.SNI誘導小鼠背根神經(jīng)節(jié)中趨化因子CXCL16和CXCR6的 mRNA和蛋白表達升高。

（1）采用Real-time PCR的方法檢測ICR小鼠SNI后各時間點趨化因子CXCL16的mRNA在L4-6節(jié)段DRG中的表達。結果顯示，與Naive組相比，手術組CXCL16 mRNA在術后第3 d、7 d、14 d表達顯著增加(P＜ 0.001，見圖2A)；Western Blot結果顯示，SNI術后7 d小鼠L4-6節(jié)段DRG中的CXCL16蛋白顯著高于Naive組小鼠(P＜ 0.05, 見圖2B)。免疫組化染色進一步觀察了SNI后7天同側DRG中的CXCL16的表達和分布，與Naive組小鼠相比，CXCL16表達明顯增強（見圖2C，D）。

（2）我們還用免疫熒光雙標的方法確定了CXCL16在DRG神經(jīng)元中的分布，結果表明，CXCL16主要分布于IB4和CGRP陽性的中小型神經(jīng)元中（見圖3A-F），在NF200陽性的中大神經(jīng)元中有少量分布（見圖3G-I）。

（3）SNI上調(diào)CXCR6在DRG中的表達。結果顯示，與Naive組相比，手術組CXCR6 mRNA在術后第7 d表達顯著增加(P＜ 0.05, 見圖4A)；CXCR6分析方法同CXCL16。結果顯示，SNI術后CXCR6蛋白顯著高于Naive組小鼠(P＜ 0.05, 見圖4B)。免疫組化染色結果進一步驗證CXCR6蛋白在SNI術后表達增加，主要定位于神經(jīng)元中（見圖4C，D）。

圖1 SNI誘導小鼠同側足底機械性痛覺過敏，SNI后第1天開始產(chǎn)生機械痛覺過敏，可持續(xù)到14 d（n= 6,±SEM）**P＜0.01, ***P＜0.001, 與 Sham 組相比Fig.1 SNI induced rapid and persistent mechanical allodynia on the ipsilateral plantar surface.SNI induced mechanical allodynia at days 1, 7, 10, and 14 d.Data were expressed as± SEM,n= 6.**P＜ 0.01, ***P＜0.001, compared with sham group, Two-way repeated measures ANOVA.

圖2 SNI上調(diào)CXCL16在DRG中的表達(± SEM)A：CXCL16 mRNA 在SNI小鼠DRG中表達(n= 8, ***P＜0.001, 與Naive相比，One-way ANOVA)。B：Western Blot檢測SNI 7天DRG中CXCL16表達，顯著高于對照組(n= 3～4, *P＜0.05， 與Naive相比，Student's t-test)。C，D：免疫熒光顯色顯示SNI 7天同側DRG中CXCL16蛋白的表達分布，標尺= 100 μmFig.2 CXCL16 was upregulated in DRG neurons after SNI (± SEM)A：SNI increased the expression of Cxcl16 mRNA at 3 days, 7days, and 14 days compared with naive mice.***P＜ 0.001, One-way ANOVA.B：Western blot shows increased CXCL16 protein levels in the ipsilateral DRG after SNI (n= 3), compared with naive (n= 4)animals.*P＜0.05, Student's t test.C, D：Representative images of CXCL16 immuno fl uorescence in the DRG from naive and SNI mice.CXCL16 IR was low in naive mice (C), but was increased in the ipsilateral DRG of SNI mice (D).Scale bar = 100 μm

3.正常小鼠鞘內(nèi)注射重組CXCL16因子能誘導產(chǎn)生痛覺過敏。

正常ICR小鼠鞘內(nèi)注射重組CXCL16因子顯著降低小鼠機械性痛覺過敏。鞘內(nèi)注射重組CXCL16因子（每只100 ng/10 μl）后，CXCL16組小鼠機械性縮爪閾值在1 h (P＜ 0.05)、3 h (P＜ 0.01)、6 h (P＜ 0.01)和24 h (P＜ 0.01)后顯著降低，而注射溶劑組無顯著變化（見圖5）。

討 論

圖3 CXCL16 在DRG神經(jīng)元中分布免疫熒光雙標結果顯示CXCL16與IB4 (A-C)、CGRP (D-F)和NF200 (G-I)的共定位情況，標尺= 50 μmFig.3 The cellular distribution of CXCL16 in the DRG Double staining of CXCL16 with IB4 (A-C), CGRP (D-F), and NF 200 (G-I) in the DRG, Scale bar = 50 μm

圖4 SNI上調(diào)CXCR6在DRG中的表達(n=8,± SEM)A：CXCR6 mRNA 在SNI后DRG中表達時程(n=8, *P＜0.05, 與Naive相比, One-way ANOVA)。B：Western Blot檢測SNI 7天DRG中CXCR6表達，顯著高于對照組(n=3, *P＜0.05, 與Naive相比, Student's t-test)。C，D：免疫熒光顯色顯示SNI 7天DRG中CXCR6蛋白的表達分布，標尺= 100 μmFig.4 CXCR6 was upregulated in the DRG after SNI (n=8,± SEM)A：SNI increased Cxcr6 expression at 7 days compared with naive mice.*P＜0.05, One-way ANOVA.B：Western blot shows that SNI increased CXCL16 protein levels in the ipsilateral DRG (n= 3) compared with naive (n= 3) animals.*P＜0.05, Student's t test.C, D：Representative images of CXCR6 immuno fl uorescence in the DRG from naive and SNI mice.CXCR6 IR was low in sham mice (C), but was increased in the ipsilateral DRG of SNI mice (D).Scale bar = 100 μm

圖5 鞘內(nèi)注射CXCL16能夠誘導小鼠在1 h、3 h、6 h和24 h產(chǎn)生顯著的機械性痛覺過敏(n= 6 ～ 7,±SEM)*P＜ 0.05, **P＜ 0.01, 與 Vehicle組相比 , Two-way repeated measures ANOVAFig.5 Intrathecal injection of CXCL16 induced mechanical allodynia 1, 3, 6, and 24 hours after injection, compared with vehicle group mice.Data are expressed as±SEM(n= 6 ～ 7,± SEM)for each group. *P＜0.05, **P＜0.01.

研究采用Decosterd和Woolf建立的SNI外周神經(jīng)損傷疼痛模型。SNI模型損傷脛骨神經(jīng)和腓總神經(jīng)，保持完整的腓腸神經(jīng)，可誘導小鼠產(chǎn)生快速持續(xù)的機械性痛覺過敏，但熱痛覺過敏不明顯。該疼痛模型具有創(chuàng)傷小、疼痛行為發(fā)生快、外周敏化范圍廣、機械性痛敏比SNL和CCI模型敏感等優(yōu)點[11]。本研究利用ICR小鼠成功建立了SNI疼痛模型，在術后1 d就誘導產(chǎn)生了顯著的機械性痛覺過敏，機械性疼痛閾降到0.1 g以下，并且可以在該水平下維持到14 d；各時間點熱痛覺閾值變化不大（數(shù)據(jù)未提供），這與文獻報道中提到的結果一致。

當外周神經(jīng)損傷誘導的疼痛模型中，相同的趨化因子和其受體可在DRG和脊髓節(jié)段同時出現(xiàn)表達異常例如CXCL13和其受體CXCR5[4,12]， CCL2和其受體CCR2等。實驗室前期基因芯片檢測外周神經(jīng)損傷后脊髓內(nèi)基因表達譜發(fā)現(xiàn)CXCR6是外周神經(jīng)損傷后脊髓中高表達基因之一。CXCL16是CXCR6的唯一配體，那么CXCL16和CXCR6是否在DRG中表達，表達于何種類型的細胞，以及是否參與神經(jīng)病理性疼痛的調(diào)控還未見報道。為了解決上述問題，本研究對CXCL16及其受體CXCR6的表達分布和對疼痛行為的影響進行了研究，以望能確定一個新的疼痛治療靶點。結果發(fā)現(xiàn)SNI可誘導小鼠DRG神經(jīng)元中CXCL16和CXCR6表達增高。DRG是傷害性感覺神經(jīng)元聚集的場所，也是痛覺信息進行第一級調(diào)制的部位，在神經(jīng)病理性疼痛的外周機制中具有重要作用[13]。SNI后小鼠DRG中的CXCL16和CXCR6表達升高預示著CXCL16可能和DRG外周敏化相關，參與疼痛的調(diào)制過程。經(jīng)過對SNI后CXCL16的表達時程分析，發(fā)現(xiàn)從第3 d開始其表達顯著升高，并持續(xù)到14 d仍未降低，提示CXCL16可能在神經(jīng)病理性疼痛的產(chǎn)生和維持過程中都發(fā)揮了作用。免疫熒光雙標分析發(fā)現(xiàn)CXCL16主要分布于DRG的中、小型神經(jīng)元，進一步證實CXCL16可能參與慢性疼痛的調(diào)制，但具體和哪一類神經(jīng)元相關、影響了哪些信號通路和離子通道的功能還需進一步的研究。

免疫學結果顯示CXCL16和CXCR6都定位在DRG神經(jīng)元中，這與已發(fā)現(xiàn)的一些介導疼痛的趨化因子和其受體分布方式類似，這類趨化因子和其受體可能介導了DRG內(nèi)不同神經(jīng)元之間或者同種神經(jīng)元之間的信息交流。例如，CXCL13和CXCR5可同時表達于DRG神經(jīng)元中，疼痛狀態(tài)下CXCL13/CXCR5軸激活，影響神經(jīng)元上Nav1.8通道活性，促進痛覺過敏的發(fā)生[4]。有可能CXCL16/CXCR6在DRG中也有著類似的作用機制，需做進一步研究。

正常小鼠鞘內(nèi)給予CXCL16因子后小鼠機械痛閾值顯著降低，能夠維持24 h以上，這表明CXCL16因子具有較強的致痛作用，其作用時間長于CXCL13和CCL2等趨化因子[12]，同時表明CXCR6組成性表達即可介導疼痛的發(fā)生，這可能與其組成性表達較高有關，因為CXCR6表達在SNI 7天后才顯著上升，且上升速度和幅度要弱于CXCL16。

綜上所述，外周神經(jīng)損傷后L4-6段DRG神經(jīng)元中CXCL16和CXCR6表達顯著升高。鞘內(nèi)注射CXCL16誘導機械性痛覺過敏提示CXCL16/CXCR6有助于神經(jīng)病理性疼痛的產(chǎn)生和維持。盡管鞘內(nèi)注射CXCL16因子誘導產(chǎn)生痛覺過敏，但不能充分說明CXCL16和CXCR6在神經(jīng)病理性疼痛中發(fā)揮的作用，接下來將用特異性抑制劑、基因敲除小鼠或RNA干擾等技術對CXCL16及CXCR6在神經(jīng)病理性疼痛中的作用和機制做深入研究，加深人們對趨化因子介導神經(jīng)病理性疼痛機制的理解，為疼痛治療提供有潛力的新靶點。

[1]高永靜, 紀如榮.星形膠質(zhì)細胞調(diào)節(jié)慢性疼痛的分子機制.中國疼痛醫(yī)學雜志, 2013, 19(11):545 ～ 552.

[2]Peng, 王佳昕.神經(jīng)病理性疼痛由急性轉化為慢性的機制:小膠質(zhì)細胞和單核細胞協(xié)同作用.中國疼痛醫(yī)學雜志, 2017, 23(1):73 ～ 73.

[3]Ji RR, Chamessian A, Zhang YQ.Pain regulation by non-neuronal cells and inflammation.Science, 2016,354: 572 ～ 577.

[4]Wu XB, Cao DL, Zhang X,et al.CXCL13/CXCR5 enhances sodium channel Nav1.8 current density via p38 MAP kinase in primary sensory neurons following in fl ammatory pain.Sci Rep, 2016, 6:34836.

[5]Zhang N, Inan S, Cowan A,et al.A proinflammatory chemokine, CCL3, sensitizes the heat- and capsaicingated ion channel TRPV1.Proc Natl Acad Sci U S A,2005, 102:4536 ～ 4541.

[6]Huang ZZ, Li D, Liu CC,et al.CX3CL1-mediated macrophage activation contributed to paclitaxel-induced DRG neuronal apoptosis and painful peripheral neuropathy.Brain Behav Immun, 2014, 40:155 ～ 165.

[7]Satoh-Takayama N, Serafini N, Verrier T,et al.The Chemokine Receptor CXCR6 Controls the Functional Topography of Interleukin-22 Producing Intestinal Innate Lymphoid Cells.Immunity, 41:776 ～ 788.

[8]Verbeke H, Struyf S, Laureys G,et al.The expression and role of CXC chemokines in colorectal cancer.Cytokine Growth Factor Rev, 2011, 22:345 ～ 358.

[9]La Porta CA.CXCR6: the role of environment in tumor progression.Challenges for therapy.Stem Cell Rev,2012, 8:1282 ～ 1285.

[10]Oldham KA, Parsonage G, Bhatt RI,et al.T Lymphocyte Recruitment into Renal Cell Carcinoma Tissue: A Role for Chemokine Receptors CXCR3, CXCR6, CCR5, and CCR6.Eur Urol, 2012, 61:385 ～ 394.

[11]Decosterd I, Woolf CJ.Spared nerve injury: an animal model of persistent peripheral neuropathic pain.Pain,2000, 87:149 ～ 158.

[12]Jiang BC, Cao DL, Zhang X,et al.CXCL13 drives spinal astrocyte activation and neuropathic pain via CXCR5.J Clin Invest, 2016, 126:745 ～ 761.

[13]宋學軍.疼痛信號外周神經(jīng)轉導的分子生物學機制.中國疼痛醫(yī)學雜志, 2016, 22(1):2 ～ 7.

THE EXPRESSION OF CXCL16 AND ITS RECEPTOR CXCR6 IN THE DRG IN A MICE MODEL OF NEUROPATHIC PAIN*

GU Jun, GAO Yong-Jing, JIANG Bao-Chun△
(Pain Research Laboratory, Institute of Nautical Medicine, Nantong University, Nantong 226019, China)

Objective:To detect the expression of CXCL16 and its receptor CXCR6 in the dorsal root ganglia(DRG) of mice with peripheral nerve injury, and to investigate whether CXCL16 mediates pain hypersensitivity.Methods:The spared nerve injury (SNI) model was used to induce neuropathic pain in mice.The expression of CXCL16 and its receptor CXCR6 were detected by real-time PCR, western blot and immuno fl uorescence staining.The contribution of CXCL16 to pain hypersensitivity was evaluated by intrathecal injecting of recombinant CXCL16.Results:①SNI increased the expression of Cxcl16 mRNA at 3 days, 14 days and 21 days in the DRG.CXCL16 protein level was signi fi cantly increased 7 days after SNI.Immuno fl uorescence staining showed that CXCL16 was mainly localized in small and medium-size DRG neurons; ②SNI induced upregulation of Cxcr6 mRNA and protein level at 7 days; ③Intrathecal injection of CXCL16 was suf fi cient to induce mechanical allodynia.Conclusion:CXCL16 and CXCR6 were persistently upregulated in the DRG after SNI.Intrathecal CXCL16 induced pain hypersensitivity.Hence, CXCL16 may be involved in neuropathic pain.

Neuropathic pain; Dorsal root ganglion; Chemokine; CXCL16; CXCR6

10.3969/j.issn.1006-9852.2017.08.004

國家自然科學基金(31371121, 81400915)；江蘇省自然科學基金(BK20140427)；江蘇省科研創(chuàng)新計劃項目（KYLX16_0980)；南通大學科研創(chuàng)新計劃項目（YKC16021）

△通訊作者 jiangbaochun@ntu.edu.cn