何云燕，賈思遠，于善娟

(廣西醫(yī)科大學第一附屬醫(yī)院兒科，南寧 530021)

紅細胞生成相關MiRNA和LncRNA研究進展

何云燕，賈思遠，于善娟

(廣西醫(yī)科大學第一附屬醫(yī)院兒科，南寧 530021)

紅細胞生成是受多因素調(diào)節(jié)的個體分化發(fā)育的重要生理過程。紅細胞生成異常會引起白血病、淋巴瘤、地中海貧血等多種嚴重的遺傳性、獲得性血液系統(tǒng)疾病。迄今，微小RNA(microRNA，miRNA)和長鏈非編碼RNA(long noncoding RNA，lncRNA)的發(fā)現(xiàn)和功能研究證實二者可通過多種形式調(diào)控基因表達，在紅細胞生成過程中扮演重要角色，與紅系生成分化相關疾病的發(fā)生發(fā)展，臨床診療及預后關系密切。本文綜述了近年來紅細胞生成相關的miRNA和lncRNA的研究進展。

紅細胞分化； 微小RNA； 長鏈非編碼RNA； 非編碼RNA

紅細胞是血液中數(shù)量最多的一種血細胞，具有攜帶氧氣、運輸二氧化碳及免疫等重要生理功能。紅細胞生成是指具有多向分化潛能的造血干細胞，逐步分化發(fā)育為成紅細胞群，最終脫核和變形成為有功能的成熟紅細胞過程。從造血干細胞到成熟紅細胞的發(fā)育過程是復雜的。各個階段的細胞形態(tài)和細胞活動的分子機制受到精密調(diào)控，呈現(xiàn)動態(tài)變化。人類基因組測序計劃顯示僅有2%的基因轉(zhuǎn)錄后編碼蛋白質(zhì)，有超過90%的基因僅轉(zhuǎn)錄為RNA，并未編碼蛋白質(zhì)[1]。非編碼RNA(non-coding RNA，ncRNA)是指不能翻譯為蛋白的功能性RNA分子，分為管家ncRNA和調(diào)控ncRNA，其中具有調(diào)控作用的ncRNA按其大小主要分為兩類:短鏈非編碼RNA和長鏈非編碼RNA[2-3]。研究發(fā)現(xiàn)非編碼RNA和編碼基因之間的調(diào)控作用，能夠直接影響造血過程的發(fā)生和紅細胞的生成。其中，微小RNA(microRNA，miRNA)是一種長度為18～25nt，通過結合在信使RNA(messager RNA，mRNA)3′UTR區(qū)介導其降解或翻譯抑制，進而調(diào)控該基因表達的非編碼RNA[4]。長度超過200 nt的非編碼RNA稱為長鏈非編碼RNA(long non-coding RNA，lncRNA)。lncRNA可作為誘餌分子、信號分子、引導分子或支架分子在轉(zhuǎn)錄水平、轉(zhuǎn)錄后水平以及表觀遺傳學層面參與調(diào)節(jié)蛋白質(zhì)編碼基因的表達[5]。越來越多的證據(jù)表明二者在紅系造血過程中扮演重要角色，并且探討在紅細胞生成、個體發(fā)育、甚至一些復雜人類疾病中的lncRNA、miRNA、mRNA生物機制和基因表達調(diào)控網(wǎng)絡，是目前的研究熱點。為此，本文綜述了近年miRNA和lncRNA在紅細胞生成中的部分研究進展。

1 miRNA

miRNA的產(chǎn)生是由編碼miRNA的基因在細胞核內(nèi)RNA聚合酶Ⅱ作用下轉(zhuǎn)錄成具有發(fā)夾結構的初級轉(zhuǎn)錄物pri-mRNA，pri-mRNA在RNA酶Dorsha和DGCR8催化下產(chǎn)生60～70個核苷酸大小的miRNA前體pre-miRNA。隨后pre-miRNA被轉(zhuǎn)運子Exportin5從核內(nèi)運送到細胞質(zhì)，并經(jīng)Dicer酶剪切為成熟的22個核苷酸大小二聚體miRNA。這一過程中TRBP起增強作用；互補序列降解后，最終形成成熟的miRNA[6]。在高級生物中，miRNA在轉(zhuǎn)錄后水平通過與其靶基因的特異性堿基互補結合，抑制靶基因的翻譯過程或促進靶基因的降解過程，從而發(fā)揮調(diào)控基因表達的作用，參與細胞的發(fā)育、細胞增殖分化以及細胞凋亡等，與人類多種疾病密切相關。miRNA的一個鏈受argonaute蛋白綁定，形成miRNA誘導沉默復合物(miRNA-induced silencing complex，RISC)與靶mRNA特異性結合。靶標的選擇是根據(jù)7～8個互補核苷酸序列對，即所謂的miRNA與mRNA間種子交互作用。這個綁定使miRNA-mRNA復合物結合更為穩(wěn)固，便于mRNA衰變或招募其它因子發(fā)揮轉(zhuǎn)錄抑制作用[7]。

2 miRNA與紅細胞生成

紅細胞生成的研究多依賴人體外和小鼠體內(nèi)細胞實驗。盡管人和小鼠有物種差異，紅系分化發(fā)育仍存在共性和個性，特別是人和小鼠miRNA序列相似性超過90%，為有關人紅細胞生成的miRNA研究提供了模型[8-9]。近年來隨著生物信息學的發(fā)展和分子生物學實驗技術的進步，miRNA與紅細胞生成相關性的研究呈幾何級增長，許多在紅細胞增殖、分化、成熟的不同階段中差異表達并發(fā)揮調(diào)控作用的miRNA被挖掘，例如：miR-15b、miR-16、miR-22與紅細胞表面標記物有強相關性[10]；miR-221、miR-222和miR-96抑制正常紅細胞生成[11-12]；miR-503參與調(diào)控紅細胞生成過程細胞周期阻滯和凋亡[13]。

為了明確miRNA在紅細胞生成中的調(diào)控機制，其靶基因的識別和鑒定是必不可少的環(huán)節(jié)，但也是最具挑戰(zhàn)性的；一種miRNA分子可以調(diào)控近200個靶基因的表達，且估計有1/3的人類基因受miRNA的調(diào)控[14]。miRNA靶基因預測軟件、高通量測序技術及基因敲除的小鼠紅細胞模型等為紅細胞生成相關miRNA靶基因識別鑒定提供了大量信息。

2.1 miRNA與紅細胞成熟

2005年，miRNA-221和miR-222的研究揭開了miRNA對紅細胞生成調(diào)控作用的面紗。Nadia Felli等[11]分離臍帶血CD34+祖細胞后，繼續(xù)體外培養(yǎng)紅細胞發(fā)現(xiàn)miR-221和miR-222的表達水平隨紅細胞分化發(fā)育成熟而逐漸、急劇地下調(diào)。研究者最初通過生物信息學分析發(fā)現(xiàn)miR-221和miR-222靶向作用于kit基因mRNA的3′UTR，后經(jīng)熒光素酶報告證實兩個miRNA直接與kit基因mRNA靶位點相互作用。體外紅細胞生長過程中研究者觀察到，miRNA下調(diào)與kit蛋白表達量上調(diào)負相關，而kit的mRNA表達水平相對穩(wěn)定。功能研究顯示用miR-221和miR-222轉(zhuǎn)染CD34+祖細胞導致細胞增殖速度減慢和分化速度加快，kit蛋白表達減少。進一步用miR-221和miR-222轉(zhuǎn)染高表達kit蛋白的紅白血病TF-1細胞，kit蛋白表達量顯著下降。而在不表達kit蛋白的HL-60細胞而言，轉(zhuǎn)染兩個miR并沒有改變其增殖速度。下調(diào)miR-221和miR-222可以通過開啟關鍵功能蛋白kit的作用閥門來促進紅細胞生成。

已有研究[15]證實miR-144和miR-451來自同一個基因簇，共同受到紅細胞特異性轉(zhuǎn)錄因子GATA1的調(diào)控，對紅細胞生成至關重要。敲除小鼠miR144/451基因簇引起紅細胞生成障礙[16]。miR-144調(diào)節(jié)紅細胞氧化應激耐受性并且與鐮狀細胞病貧血程度密切相關，miR-451抑制14-3-3zeta防止紅細胞氧化應激，參與紅細胞穩(wěn)態(tài)的維持[17-18]。miR-451特異性地在紅細胞譜系中高表達，且表達量隨原始紅細胞逐步分化成熟而逐漸上調(diào)，在終末分化階段上調(diào)最顯著；miR-451可抑制GATA2促進紅系分化，GATA2可延遲紅細胞成熟[19-20]。紅細胞特異性轉(zhuǎn)錄因子klfd是miR-144靶基因之一，klfd與胚胎期α-血紅蛋白表達相關[21]。miR-144也可靶向調(diào)節(jié)IRS1基因促進紅系分化[22]。推測miR-144和miR-451可分別調(diào)控多個靶基因共同作用于紅系分化，但對其發(fā)揮的生理作用機制還不甚了解。Kim等[23]在紅白血病細胞TF-1細胞模型中實施慢病毒介導的功能缺失實驗驗證了miR-144和miR-451在紅細胞生成過程中的功能性作用。利用紅細胞表達的miRNA，miR-144和miR-451，鑒定出人RAB14為兩種miRNA參與人紅細胞生成調(diào)節(jié)的共同靶基因。增加人紅細胞中miR-144和miR-451表達量，RAB14蛋白表達降低。shRNA介導的RAB14基因敲低實驗顯示紅細胞數(shù)目增多，證實RAB14基因在調(diào)節(jié)紅細胞生成中發(fā)揮抑制作用，但具體分子信號調(diào)節(jié)通路有待進一步研究。Doss等[24]使用高通量測序來鑒定出成熟紅細胞中287個已知的和72個未知的新型miRNA。并且在涉及紅細胞發(fā)育的miR-144/451基因座中，觀察到幾種靈長類動物特異性ncRNA的獨特共表達，包括lncRNA和miR-4732-5p/-3p，其中miR-4732-3p靶向SMAD2和SMAD4，這兩個關鍵組分的TGF-β途徑涉及紅細胞生成。研究者認為miR-4732-3p抑制SMAD2/4依賴性TGF-β信號傳導，從而促進紅細胞分化過程中的細胞增殖。此外，Obeidi等[25]發(fā)現(xiàn)上調(diào)miR-451可體外誘導小鼠胚胎干細胞紅細胞分化成熟，無需細胞因子的刺激作用即可促進人紅細胞生成增多，這無疑為地中海貧血等血紅蛋白疾病的基因治療策略提供了新思路。

Li等[26]等運用深度測序技術結合生物信息學鑒定出miR-200a潛在抑制紅細胞基因表達。并且在體外細胞實驗驗證K562和TF-1細胞中過表達miR-200a，紅細胞分化受到抑制。進而體內(nèi)研究表明miR-200a的過表達抑制斑馬魚的原始紅細胞生成。此外，生物信息學和實驗分析證實PDCD4(程序性細胞死亡因子4)和THRB(甲狀腺激素受體beta)促進紅細胞基因表達，二者均為miR-200a的靶標。研究者提出miR-200a通過靶向PDCD4和THRB抑制紅細胞分化。

2.2 miRNA與紅細胞形態(tài)

miR-142是造血特異性調(diào)節(jié)劑，對血細胞生理學影響顯著，但其在紅細胞中的作用尚未闡釋清楚[27]。Rivkin等[28]以功能性等位基因缺失的小鼠為研究對象，發(fā)現(xiàn)miR-142參與體內(nèi)活性氧的正常代謝、維持紅細胞典型的雙凹面盤形狀和膜結構的彈性。進一步提出了miR-142通過對肌動蛋白絲體內(nèi)穩(wěn)態(tài)和膜骨架組織的調(diào)控作用來維持紅細胞壽命。揭示了miR-142未經(jīng)被報道的新功能。Zhang等[29]從人外周血中分離內(nèi)皮祖細胞，并證明miR-142可通過抑制ADAMTS-1表達(VEGF抑制劑)，激活人內(nèi)皮祖細胞中VEGF和eNOS的功能，使NO的生成增加。這一體外研究提示miR-142和eNOS可能在血管緊張、血管生成中協(xié)同發(fā)揮作用。可視為紅細胞生成相關研究中miR-142發(fā)揮關鍵作用的全新觀點。

研究證明miR-150靶向轉(zhuǎn)錄因子MYB在紅細胞生素誘導下調(diào)控巨核細胞-紅細胞祖細胞分化成巨核細胞[30]。然而miR-150對終末紅細胞調(diào)節(jié)機制尚不清楚。Sun等[31]對血紅素誘導的K562細胞和紅細胞生成素誘導的人CD34+細胞進行miR-150功能獲得和缺失實驗。發(fā)現(xiàn)過表達的miR-150通過誘導凋亡和阻斷細胞周期來抑制紅細胞增殖，而抑制miR-150可促進終末紅細胞生成。研究者通過生物信息學分析預測在終末紅細胞生成階段miR-150的新靶標——4.1R基因，后者作為一種紅細胞膜蛋白，可參與維持膜的穩(wěn)定性和可變形性。但敲減4.1R并不影響終末紅細胞生成。這些結果揭示了miR-150在人類終末紅細胞生成期間的作用以及miRNA和膜蛋白之間的關系。

2.3 miRNA與紅細胞凋亡

Rouzbeh等[32]研究了人類胚胎干細胞的紅細胞終末分化的去核過程，從兩種極端條件下培養(yǎng)的紅細胞中選擇人胚胎干細胞，獲得了原始分化細胞模型。通過綜合分析來自這兩種培養(yǎng)條件的細胞的mRNA和miRNA表達譜來研究紅細胞去核的機制，研究者鑒定了可能參與成紅細胞去核的五個miR。繼而對這五個miR進行選擇性敲低，發(fā)現(xiàn)miR-30a是紅細胞生成過程中成紅細胞去核的調(diào)節(jié)劑。Li等[33]評估m(xù)iR-30對暴露在不同劑量γ-輻射下小鼠體內(nèi)造血細胞、人體外CD34+造血干細胞和祖細胞的細胞凋亡信號的影響。結果顯示γ-輻射照射后細胞模型中的抗細胞凋亡因子Mcl-1表達量顯著下調(diào)，而內(nèi)源性細胞凋亡信號Bcl-2的表達量基本無變化。熒光素酶報告證實在敲低miR-30的CD34+細胞中，再經(jīng)放射處理后Mcl-1表達量不再變化。這提示了miR-30可在經(jīng)放射誘導的造血細胞凋亡過程中，通過直接靶向Mcl-1起關鍵調(diào)節(jié)作用。

3 lncRNA

lncRNA是由RNA聚合酶Ⅱ轉(zhuǎn)錄產(chǎn)生，主要存在于真核生物、原核生物和病毒的細胞核中，細胞漿中也有少量分布[34]。至今其種類、數(shù)量、功能都不明確。按lncRNA相對于編碼基因的分布位置可分為5類：正義lncRNA、反義lncRNA、雙向lncRNA、基因內(nèi)lncRNA及基因間lncRNA[35]。lncRNA一度被認為是基因組轉(zhuǎn)錄的“噪音”和“暗物質(zhì)”并未受到學術界重視。但隨著二代測序技術的應用推廣，接連發(fā)現(xiàn)lncRNA參與細胞內(nèi)多種功能的調(diào)控，如：基因組印跡、X染色體失活等，近年來lncRNA已然成為基因?qū)W研究領域的明星分子[36-37]。

4 lncRNA與紅細胞生成

2002年，lncRNA初次在小鼠DNA轉(zhuǎn)錄產(chǎn)物分析過程中被發(fā)現(xiàn)[38]。起初被認為是基因組轉(zhuǎn)錄的副產(chǎn)物，不具有生物學功能。然而陸續(xù)有新的研究發(fā)現(xiàn)lncRNA在轉(zhuǎn)錄、轉(zhuǎn)錄后以及表觀遺傳學層面調(diào)控細胞周期和細胞分化等眾多生命活動，但是lncRNA在紅細胞生成中研究相對較少，并且絕大部分的lncRNA的功能仍然是不清楚的[2,39]。相較于人和小鼠間miRNA序列的高保守性，二者間lncRNA的序列保守性低于70%，但不影響lncRNA在人和小鼠生物學功能上的保守性，解析小鼠lncRNA的效應機制無疑是一種探索發(fā)現(xiàn)人lncRNA結構和功能的重要方法[9,40]。

2011年，Hu等[41]發(fā)現(xiàn)LncRNA-EPS具有阻止紅細胞發(fā)生凋亡的作用，其可在小鼠晚期紅系發(fā)育中通過抑制凋亡基因Pycard表達發(fā)揮調(diào)控作用。揭示了一個新的調(diào)節(jié)細胞分化和抗細胞凋亡的lncRNA,但具體調(diào)控機制仍有待闡釋。

4.1 lncRNA與紅細胞成熟

Luo等[42]通過深度測序分析造血干細胞的轉(zhuǎn)錄組確定323個未被注釋的lncRNA。比較它們在分化譜系中的表達，發(fā)現(xiàn)了159個lncRNA與造血干細胞相關，其中一些可能是造血干細胞特有的。這些lncRNA基因與蛋白質(zhì)編碼基因共享表觀遺傳特征，包括通過DNA甲基化的調(diào)節(jié)表達，并且敲低兩個紅細胞特異性lncRNA：lncRNA-1和lncRNA-2顯示對造血干細胞自我更新和譜系分化的不同影響。LncRNA-1和LncRNA-2均位于細胞核內(nèi)，敲低lncRNA-1證實其參與骨髓分化，lncRNA-2參與造血干細胞分化和T細胞分化。研究者還分析二者的基因組結合位點，并找到關鍵的造血轉(zhuǎn)錄因子結合位點，特別是E2A的富集。E2A是轉(zhuǎn)錄因子E-蛋白家族成員，被公認是一造血調(diào)控因子[43]。這些結果表明lncRNA在造血干細胞分化調(diào)節(jié)中發(fā)揮重要作用。

2016年3月，Ding等[44]為了探索mRNA，miRNA和lncRNA在紅細胞發(fā)育過程中的相關關系及作用機制，利用高通量測序技術從臍帶血造血干細胞和不同分化階段紅細胞樣本中獲得轉(zhuǎn)錄組數(shù)據(jù)進行整合分析。結果表明lncRNA具有較明顯的發(fā)育階段特異性，有望成為紅系細胞不同發(fā)育階段的分子標志物。綜合分析顯示ncRNA與血紅素代謝和DNA損傷的反應有關，并且調(diào)控血細胞成熟。研究者還鑒定出83個新的lncRNA，豐富了lncRNA數(shù)據(jù)庫。這些數(shù)據(jù)為紅細胞生成的研究提供了寶貴的資源，為造血和血液系統(tǒng)疾病的研究奠定基礎。

4.2 lncRNA與紅細胞形態(tài)

2014年，Alvarez Dominguez等[45]分離出小鼠胚胎干細胞不同分化階段poly-和poly+RNA，采用RNA-seq技術鑒定出總計132個未經(jīng)注釋的紅系特異lncRNA，研究結果顯示紅系分化過程中百余個lncRNA的動態(tài)表達和染色質(zhì)結構受關鍵轉(zhuǎn)錄因子GATA1，TAL1或KLF1的靶向調(diào)控。研究者進一步選擇了12個紅系特異的核內(nèi)定位的lncRNA做功能性研究，發(fā)現(xiàn)敲低12個lncRNA后，紅細胞形態(tài)發(fā)育、去核成熟等均受到阻礙，包括影響TER119表達。研究者還檢查了敲低的紅細胞系lncRNA的鄰近基因的表達。9個敲低的lncRNA對鄰近基因表達沒有影響，1個敲低的lncRNA與鄰近基因表達的增加相關，2個敲低的lncRNA與鄰近基因表達降低相關。敲低shlncRNA-EC6/DLEU2引起SPRYD7/CLLD6表達上調(diào)，SPRYD目前已被認為有RNA綁定作用，但具體功能是未知的[46]。敲減elncRNA-EC3導致KIF2A表達降低，KIF2A是參與正常有絲分裂微管動力學驅(qū)動蛋白運動所必需的，但其在紅細胞生成中尚無報道[47]。研究者認為elncRNA-EC3A順式作用調(diào)控紅細胞譜系中KIF2A的表達。對與降低的表達相關的一個lncRNA(alncRNA-EC7)進一步分析揭示它是SLC4A1的增強子，SLC4A1是編碼紅細胞膜上的主要陰離子交換劑——帶3蛋白的基因。實驗數(shù)據(jù)表明增強子alncRNA-EC7可通過染色質(zhì)環(huán)形通路到達SLC4A1基因座，與相鄰BAND3基因啟動子區(qū)域結合，激活并增強其編碼的紅細胞膜上帶3蛋白表達。

4.3 lncRNA與紅細胞凋亡

Paralkar等[48]利用RNA測序技術鑒定了小鼠成紅細胞、巨核細胞和巨核系-紅系祖細胞中1109個polyA+lncRNA，在人的成紅細胞中鑒定出109個polyA+lncRNA，半數(shù)以上是新發(fā)現(xiàn)的lncRNA。研究者分析小鼠巨核系-紅系祖細胞polyA+lncRNA轉(zhuǎn)錄譜發(fā)現(xiàn)約75%起源于啟動子區(qū)域，25%來自于增強子。它們中大多數(shù)受到GATA1和TAL1等轉(zhuǎn)錄關鍵調(diào)控因子的作用。表達在8個不同的小鼠品系中的紅細胞系lncRNA大部分保守，只有15%的小鼠lncRNA在人類中表達，反之亦然，反映出顯著的物種特異性。隨后，研究者選擇了11個保守(在人幼紅細胞中檢測出)和16個非保守(在人幼紅細胞中檢測出)高峰度、紅細胞富集的lncRNA做功能分析。采用RNA干擾技術在小鼠紅系祖細胞中鑒定出7個lncRNA敲除后，紅細胞脫核成熟受損。而其中僅有1個在人幼紅細胞中檢測出，視為人同源的lncRNA，其余6個無法檢出。這提示了哺乳動物間這些lncRNA并不保守，不能預測功能缺失。

2015年，在純化的小鼠胎肝紅細胞祖細胞和造血干細胞中，Wang等[49]發(fā)現(xiàn)紅細胞分化相關的lncRNA——shlnc-EC6的信號調(diào)控通路。Rac1已被證實具有促進細胞增殖和調(diào)控細胞骨架形成的作用，并在紅細胞發(fā)育后期參與紅細胞去核過程，但具體機制不明[50-51]。Shlnc-EC6可通過與Rac1 mRNA的3'UTR位點的特異性結合，在轉(zhuǎn)錄后水平負調(diào)節(jié)Rac1。此外，敲低shlnc-EC6，Rac1表達上調(diào)，繼而激活下游蛋白PIP5K，最終導致培養(yǎng)的小鼠胎兒成紅細胞中的去核過程被抑制。該項研究成果表明shlnc-EC6作為一種新型調(diào)節(jié)劑通過Rac1/PIP5K信號通路調(diào)節(jié)小鼠紅細胞生成。

Villamizar等[52]運用qPCR陣列技術分析人紅細胞生成的早、中、晚期82個lncRNA的表達數(shù)據(jù)，提出Fas反義長非編碼RNA在人紅細胞成熟期間差異表達并賦予對Fas介導的細胞死亡的抗性。lncRNA Fas反義1(Fas-AS1或Saf)在分化期間受紅系關鍵轉(zhuǎn)錄因子GATA-1和KLF1的活性誘導，Saf受NF-κB負調(diào)控。此外，來源于健康人的CD34+造血干細胞/祖細胞的成紅細胞中的Saf過表達降低了Fas的表面水平并賦予針對Fas介導的細胞死亡信號的保護。這些研究揭示了一種新型的lncRNA調(diào)節(jié)機制，調(diào)節(jié)人類紅細胞生成過程中的關鍵細胞死亡程序。

5 展望

近年來關于紅細胞生成相關miRNA和lncRNA的研究如火如荼進行，但考慮到兩者結構復雜，作用方式多樣，相關研究仍處于探索階段。已有文獻報道目前已知的lncRNA與miRNA存在多樣化的相互調(diào)節(jié)方式，主要有：miRNA介導lncRNA降解、lncRNA與miRNA競爭性結合mRNA、lncRNA作為產(chǎn)生miRNA的前體、lncRNA誘捕miRNA與自身結合發(fā)揮拮抗miRNA作用[53]。但更為深入的認識和功能研究還不是很清楚?，F(xiàn)有的實驗技術手段挖掘miRNA和lncRNA的結構特性和分子生物學功能也存在很大局限性。紅細胞生成相關疾病的個體化和特異性、許多疾病共表達miRNA或lncRNA的現(xiàn)狀也限制了其作為臨床診療指標和靶向藥物研發(fā)的應用。相信隨著基因研究技術進步，相關研究方法的發(fā)展完善，紅細胞生成相關miRNA和lncRNA調(diào)控機制的研究及新的治療靶點的確定將會進一步被闡明。

[1] Consortium E P.An integrated encyclopedia of DNA elements in the human genome[J].Nature,2012,489(7414):57-74.

[2] Ponting C P,Oliver P L,Reik W.Evolution and functions of long noncoding RNAs[J].Cell,2009,136(4):629-641.

[3] Zaratiegui M,Irvine D V,Martienssen R A.Noncoding RNAs and gene silencing[J].Cell,2007,128(4):763-776.

[4] Lin S B,Gregory R I.MicroRNA biogenesis pathways in canc-er[J].Nat Rev Cancer,2015,15(6):321-333.

[5] Li T W,Mo X Y,Fu L Y,et al.Molecular mechanisms of long noncoding RNAs on gastric cancer[J].Oncotarget,2016,7(8):8601-8612.

[6] Li L,Zhu D,Huang L,et al.Argonaute 2 complexes selectively protect the circulating microRNAs in cell-secreted microvesicles[J].PLoS One,2012,7(10):e46957.

[7] Chandradoss S D,Schirle N T,Szczepaniak M,et al.A dynamic search process underlies microRNA targeting[J].Cell,2015,162(1):96-107.

[8] An X,Schulz V P,Mohandas N,et al.Human and murine erythropoiesis[J].Curr Opin Hematol,2015,22(3):206-211.

[9] Carninci P,Kasukawa T,Katayama S,et al.The transcriptional landscape of the mammalian genome[J].Science,2005,309(5740):1559-1563.

[10] Choong M L,Yang H H,McNiece I.MicroRNA expression profiling during human cord blood-derived CD34 cell erythropoiesis[J].Exp Hematol,2007,35(4):551-564.

[11] Felli N,Fontana L,Pelosi E,et al.MicroRNAs 221 and 222 inhibit normal erythropoiesis and erythroleukemic cell growth via kit receptor down-modulation[J].Proc Natl Acad Sci U S A,2005,102(50):18081-18086.

[12] Azzouzi I,Moest H,Winkler J,et al.MicroRNA-96 directly inhibits gamma-globin expression in human erythropoiesis[J].PLoS One,2011,6(7):e22838.

[13] Nie Y,Han B M,Liu X B,et al.Identification of MicroRNAs involved in hypoxia- and serum deprivation-induced apoptosis in mesenchymal stem cells[J].Int J Biol Sci,2011,7(6):762-768.

[14] Vicentini C,Fassan M,D’Angelo E,et al.Clinical application of microRNA testing in neuroendocrine tumors of the gastrointestinal tract[J].Molecules,2014,19(2):2458-2468.

[15] Zhan M,Miller C P,Papayannopoulou T,et al.MicroRNA expression dynamics during murine and human erythroid differentiation[J].Exp Hematol,2007,35(7):1015-1025.

[16] Rasmussen K D,Simmini S,Abreu Goodger C,et al.The miR-144/451 locus is required for erythroid homeostasis[J].J Exp Med,2010,207(7):1351-1358.

[17] Sangokoya C,Telen M J,Chi J T.microRNA miR-144 modulates oxidative stress tolerance and associates with anemia severity in sickle cell disease[J].Blood,2010,116(20):4338-4348.

[18] Yu D,dos Santos C O,Zhao G,et al.miR-451 protects against erythroid oxidant stress by repressing 14-3-3zeta[J].Gene Develop,2010,24(15):1620-1633.

[19] Dore L C,Amigo J D,Dos Santos C O,et al.A GATA-1-regulated microRNA locus essential for erythropoiesis[J].Proc Natl Acad Sci U S A,2008,105(9):3333-3338.

[20] Pase L,Layton J E,Kloosterman W P,et al.miR-451 regulates zebrafish erythroid maturation in vivo via its target gata2[J].Blood,2009,113(8):1794-1804.

[21] Fu Y F,Du TT,Dong M,et al.Mir-144 selectively regulates embryonic alpha-hemoglobin synthesis during primitive erythropoiesis[J].Blood,2009,113(6):1340-1349.

[22] Karolina D S,Armugam A,Tavintharan S,et al.MicroRNA 144 impairs insulin signaling by inhibiting the expression of insulin receptor substrate 1 in type 2 diabetes mellitus[J].PLoS One,2011,6(8):e22839.

[23] Kim M,Tan Y S,Cheng W C,et al.MIR144 and MIR451 regulate human erythropoiesis via RAB14[J].Br J Haematol,2015,168(4):583-597.

[24] Doss J F,Corcoran D L,Jima D D,et al.A comprehensive joint analysis of the long and short RNA transcriptomes of human erythrocytes[J].BMC Genomics,2015,16:952.

[25] Obeidi N,Pourfathollah A A,Soleimani M,et al.The effect of mir-451 upregulation on erythroid lineage differentiation of murine embryonic stem cells[J].Cell J,2016,18(2):165-178.

[26] Li Y,Zhang Q,Du Z,et al.MicroRNA 200a inhibits erythroid differentiation by targeting PDCD4 and THRB[J].Br J Haematol,2017,176(1):50-64.

[27] Lagos Quintana M,Rauhut R,Yalcin A,et al.Identification of tissue-specific microRNAs from mouse[J].Curr Biol,2002,12(9):735-739.

[28] Rivkin N,Chapnik E,Mildner A,et al.Erythrocyte survival is controlled by microRNA-142[J].Haematologica,2017,102(4):676-685.

[29] Zhang H W,Li H,Yan H,et al.MicroRNA-142 promotes the expression of eNOS in human peripheral blood-derived endothelial progenitor cells in vitro[J].Eur Rev Med Pharmacol Sci,2016,20(19):4167-4175.

[30] Lu J,Guo S,Ebert B L,et al.MicroRNA-mediated control of cell fate in megakaryocyte-erythrocyte progenitors[J].Dev Cell,2008,14(6):843-853.

[31] Sun Z,Wang Y,Han X,et al.MiR-150 inhibits terminal erythroid proliferation and differentiation[J].Oncotarget,2015,6(40):43033-43047.

[32] Rouzbeh S,Kobari L,Cambot M,et al.Molecular signature of erythroblast enucleation in human embryonic stem cells[J].Stem cells (Dayton,Ohio),2015,33(8):2431-2341.

[33] Li X H,Ha C T,Xiao M.MicroRNA-30 inhibits antiapoptotic factor Mcl-1 in mouse and human hematopoietic cells after radiation exposure[J].Apoptosis,2016,21(6):708-720.

[34] Gong C,Popp M W,Maquat L E.Biochemical analysis of long non-coding RNA-containing ribonucleoprotein complexes[J].Methods,2012,58(2):88-93.

[35] Bergmann J H,Spector D L.Long non-coding RNAs:modulators of nuclear structure and function[J].Curr Opin Cell Biol,2014,26:10-18.

[36] Yang P K,Kuroda M I.Noncoding RNAs and intranuclear positioning in monoallelic gene expression[J].Cell,2007,128(4):777-786.

[37] Chaumeil J,Le Baccon P,Wutz A,et al.A novel role for Xist RNA in the formation of a repressive nuclear compartment into which genes are recruited when silenced[J].Gene Develop,2006,20(16):2223-2237.

[38] Okazaki Y,Furuno M,Kasukawa T,et al.Analysis of the mouse transcriptome based on functional annotation of 60,770 full-length cDNAs[J].Nature,2002,420(6915):563-573.

[39] Batista P J,Chang H Y.Long noncoding RNAs:cellular address codes in development and disease[J].Cell,2013,152(6):1298-1307.

[40] Pang K C,Frith M C,Mattick J S.Rapid evolution of noncoding RNAs:lack of conservation does not mean lack of function[J].Trends Genet,2006,22(1):1-5.

[41] Hu W,Yuan B,Flygare J,et al.Long noncoding RNA-mediated anti-apoptotic activity in murine erythroid terminal differentiation[J].Gene Develop,2011,25(24):2573-2578.

[42] Luo M,Jeong M,Sun D,et al.Long non-coding RNAs control hematopoietic stem cell function[J].Cell Stem Cell,2015,16(4):426-438.

[43] Dias S,Mansson R,Gurbuxani S,et al.E2A proteins promote development of lymphoid-primed multipotent progenitors[J].Immunity,2008,29(2):217-227.

[44] Ding N,Xi JF,Li Y M,et al.Global transcriptome analysis for identification of interactions between coding and noncoding RNAs during human erythroid differentiation[J].Front Med-Prc,2016,10(3):297-310.

[45] Alvarez Dominguez J R,Hu W,Yuan B,et al.Global discovery of erythroid long noncoding RNAs reveals novel regulators of red cell maturation[J].Blood,2014,123(4):570-581.

[46] Ponting C,Schultz J,Bork P.SPRY domains in ryanodine receptors (Ca2+)-release channels)[J].Trends Biochem Sci,1997,22(6):193-194.

[47] Homma N,Takei Y,Tanaka Y,et al.Kinesin superfamily protein 2A (KIF2A) functions in suppression of collateral branch extension[J].Cell,2003,114(2):229-239.

[48] Paralkar V R,Mishra T,Luan J,et al.Lineage and species-specific long noncoding RNAs during erythro-megakaryocytic development[J].Blood,2014,123(12):1927-1937.

[49] Wang C,Wu X,Shen F,et al.Shlnc-EC6 regulates murine erythroid enucleation by Rac1-PIP5K pathway[J].Dev Growth Differ,2015,57(6):466-473.

[50] Kalfa T A,Pushkaran S,Mohandas N,et al.Rac GTPases regulate the morphology and deformability of the erythrocyte cytoskeleton[J].Blood,2006,108(12):3637-3645.

[51] Ji P,Jayapal S R,Lodish H F.Enucleation of cultured mouse fetal erythroblasts requires Rac GTPases and mDia2[J].Nat Cell Biol,2008,10(3):314-321.

[52] Villamizar O,Chambers C B,Mo Y Y,et al.Fas-antisense long noncoding RNA is differentially expressed during maturation of human erythrocytes and confers resistance to Fas-mediated cell death[J].Blood Cell Mol Dis,2016,58:57-66.

[53] Yoon J H,Abdelmohsen K,Gorospe M.Functional interactions among microRNAs and long noncoding RNAs[J].Semin Cell Dev Biol,2014,34:9-14.

ResearchProgressinErythropoiesis-RelatedmiRNAandlncRNA

HEYun-yan,JIASi-yuan,YUShan-juan

(DepartmentofPaediatrics,theFirstAffiliatedHospitalofGuangxiMedicalUniversity,Nanning530021,China)

Erythropoiesis is an important physiological process regulated by multiple factors during the individual development and differentiation.The abnormal erythrocyte differentiation can cause leukemia,lymphoma,thalassemia and other serious hereditary and acquired hematological diseases.It had been confirmed that both microRNA (miRNA) and long noncoding RNA (lncRNA) play key roles in the process of erythropoiesis through various forms of gene expression regulation.They are closely correlated with the occurrence,development,diagnosis,treatment and prognosis of erythroid differentiation-related diseases.This paper reviews the recent research progress in erythropoiesis-related miRNA and lncRNA.

erythroid differentiation; microRNA; long non-coding RNA; non-coding RNA

2017-04-20

國家自然科學基金(No.81360093)；廣西地中海貧血重點實驗室(16-380-34)

何云燕(1977—)，女，博士，副主任醫(yī)師，主要從事兒科血液病的診治研究。

R555

A

1009-8194(2017)09-0091-07

10.13764/j.cnki.lcsy.2017.09.037

(責任編輯：劉大仁)