問榮榮，王步勇，馬玲

（東北林業(yè)大學林學院，黑龍江 哈爾濱 150040）

?

舞毒蛾LdGSTe1基因的克隆及表達

問榮榮，王步勇，馬玲*

（東北林業(yè)大學林學院，黑龍江 哈爾濱 150040）

從舞毒蛾（Lymantria dispar）3齡幼蟲轉(zhuǎn)錄組文庫中鑒定獲得舞毒蛾谷胱甘肽S-轉(zhuǎn)移酶基因全長cDNA，命名為 LdGSTe1。該基因全長 651 bp，編碼 216個氨基酸。序列分析顯示，LdGSTe1蛋白氨基酸序列含有GST_C_Delta_Epsilon與GST_N_Delta_Epsilon 2個保守結(jié)構(gòu)域，屬于類硫氧還蛋白和谷胱甘肽S-轉(zhuǎn)移酶2個超家族。系統(tǒng)進化樹分析表明，舞毒蛾LdGST蛋白屬于GST Epsilon家族。蛋白結(jié)構(gòu)顯示，LdGSTe1蛋白包含一個N端和一個C端結(jié)構(gòu)，α-螺旋與β-折疊為主要結(jié)構(gòu)元件。實時熒光定量PCR結(jié)果表明，在4.0、10.0 mg/L魚藤酮藥劑處理下，舞毒蛾3齡幼蟲LdGSTe1基因表達先下降后上升，推測該基因參與舞毒蛾解毒應(yīng)答。

舞毒蛾；谷胱甘肽S-轉(zhuǎn)移酶（GST）基因；克??；基因表達

投稿網(wǎng)址：http：//xb.ijournal.cn

谷胱甘肽S-轉(zhuǎn)移酶（glutathione S-transferase，GST）是由多個基因編碼的具有轉(zhuǎn)運、信號傳導(dǎo)、解毒功能的超家族酶系，廣泛存在于動物、植物和微生物體內(nèi)［1-2］。依據(jù)細胞定位，GSTs可分為微粒體型、線粒體型和胞質(zhì)型?；诜植紡V泛和功能重要的特點，胞質(zhì)GSTs成為研究最為廣泛和深入的類型。昆蟲胞質(zhì)GSTs 的主要功能是催化谷胱甘肽的巰基和一些毒親電子類物質(zhì)（如殺蟲劑、醌類化合物、α，β-不飽和羰基化合物及過氧化物等）進行軛合反應(yīng)，以及作為配體結(jié)合蛋白以俘獲有毒物質(zhì)，行使解毒功能，參與殺蟲劑抗藥性的形成［3］。Chelvanayagam 等［4］將昆蟲胞質(zhì) GSTs 分為3類：第Ⅰ類為 Delta 亞族；第Ⅱ類分別為 Sigma、Omega、Theta 和 Zeta 4 個亞族；第Ⅲ類為 Epsilon亞族，其中Delta和Epsilon為昆蟲所特有，且 Delta亞族存在于所有昆蟲中，而 Epsilon 亞族僅在雙翅目、鞘翅目、鱗翅目昆蟲中出現(xiàn)。Robert［5］認為Epsilon 亞族是從 Delta 亞族進化來的，而不是由于基因丟失造成的。已有研究表明，Delta和Epsilon 類GSTs能夠催化谷胱甘肽化合物與外源的多種有害物質(zhì)進行氧化還原反應(yīng)，從而保護蛋白質(zhì)和核酸免受損傷［6］，參與昆蟲抗藥性形成過程［7］。該兩類GSTs在殺蟲劑抗性中起到的重要作用得到廣泛關(guān)注［8-10］。

舞毒蛾（Lymantria dispar Linnaeus）是分布范圍較廣、周期性發(fā)生的農(nóng)林食葉害蟲，可取食數(shù)百種植物［11］，嚴重危害農(nóng)林業(yè)生產(chǎn)。對舞毒蛾的防治以化學防治為主。隨著分子生物學的發(fā)展，利用基因工程技術(shù)防治農(nóng)林害蟲成為研究的熱點。通過調(diào)節(jié)參與機體至關(guān)重要功能的基因表達來干擾害蟲正常的生理功能已成為防治害蟲的新策略［12］，因此，對昆蟲抗藥性形成相關(guān)的 GST基因進行研究具有重要意義。谷胱甘肽S-轉(zhuǎn)移酶基因已在黑腹果蠅［13］、大劣按蚊［14］、小菜蛾［15］、紅火蟻［16］中被報道。筆者對舞毒蛾3齡幼蟲轉(zhuǎn)錄本文庫進行分析，獲得舞毒蛾谷胱甘肽 S-轉(zhuǎn)移酶 Epsilon類基因（LdGSTe1）cDNA全長，并通過RT-PCR技術(shù)克隆驗證。通過生物信息學分析，初步了解其結(jié)構(gòu)與功能。進一步利用實時熒光定量PCR技術(shù)分析該基因?qū)χ参镌礆⑾x劑魚藤酮的脅迫響應(yīng)模式，現(xiàn)將結(jié)果報道如下。

1　材料與方法

1.1供試昆蟲

于小興安嶺涼水自然保護區(qū)（黑龍江省伊春市帶嶺區(qū)境內(nèi)，地理坐標為128°53′20″E，47°10′50″N）采集舞毒蛾卵塊。卵塊于（25±1） ℃、相對濕度75%、每天光照14 h、黑暗10 h條件下進行孵化。幼蟲以相同條件進行培養(yǎng)。人工飼料由中國林業(yè)科學研究院森林生態(tài)環(huán)境與保護研究所提供。收集長勢健康一致的舞毒蛾 3齡幼蟲，經(jīng) 0.1%焦碳酸二乙酯（DEPC）溶液沖洗后，-80 ℃冰箱存儲，備用。

1.2方法

1.2.1舞毒蛾LdGSTe1基因的克隆

采用Invitrogen Trizol Reagent RNA提取試劑盒，提取舞毒蛾 3齡幼蟲總 RNA。經(jīng) DNase I（Promega）消化去除DNA，紫外分光光度計和1.0%凝膠電泳檢測RNA質(zhì)量。取10 μg 總RNA用于合成第一鏈cDNA（TaKara反轉(zhuǎn)錄試劑盒），-20 ℃冰箱存儲，用于PCR擴增模板。從轉(zhuǎn)錄組文庫中獲得編號為Unigene 27032的序列，對其進行BLAST分析，根據(jù)功能注釋結(jié)果查找獲得LdGSTe1基因。

利用Primer 5.0設(shè)計引物LdGSTe1-F （5'-CGGT GTATAAATTGAATGCTAGTC-3'）和LdGSTe1-R（5'-ATAGAGAAACGAATGAACCAGG-3'），以舞毒蛾3齡幼蟲總RNA合成的第一鏈cDNA為模板進行基因RT-PCR擴增，測序驗證LdGSTe1基因序列。25 μL RT-PCR擴增體系：cDNA 0.5 μL、dNTP Mix 2 μL、10×Buffer 2.5 μL、LdGSTe1-F 1 μL、LdGSTe1-R 1 μL、rTaq 0.5 μL、ddH2O 17.5 μL。反應(yīng)條件：94 ℃預(yù)變性2 min，94 ℃變性30 s，56 ℃退火30 s，72 ℃延伸2 min，30個循環(huán)；72 ℃延伸10 min。PCR擴增產(chǎn)物經(jīng) 1.0%凝膠檢測后，采用切膠回收試劑盒（Omega公司產(chǎn)品）回收目的片段，經(jīng)pMD18-T連接、DH5α轉(zhuǎn)化，挑取陽性單克隆菌落測序。

1.2.2舞毒蛾LdGSTe1基因的生物信息學分析

利用 NCBI ORF-Finder翻譯編碼蛋白氨基酸序列，并對開放閱讀框進行分析。利用 ExPASy ProtParam對編碼蛋白的相對分子質(zhì)量、等電點進行分析［17］。采用SignalP 4.1分析編碼蛋白信號肽。用在線工具NetPhos 2.0 Server對蛋白潛在磷酸化位點進行分析［18］。用Conserved Domains在線工具對蛋白保守區(qū)域進行預(yù)測。用 Bioedit進行多序列比對分析，用MEGA 6.0進行發(fā)育樹構(gòu)建分析。利用 SWISS-MODEL自動建模方式構(gòu)建三維模型［19-21］。

1.2.3舞毒蛾LdGSTe1基因的表達

采用點滴觸殺法對舞毒蛾3齡幼蟲進行致毒處理：用DMSO溶液將魚藤酮母液分別配制成4、10 mg/L的藥液，用微量點滴儀將稀釋液滴于舞毒蛾3齡幼蟲的前胸背板，每頭試蟲點滴3 μL藥液，每組處理30頭試蟲，對照組點滴DMSO溶液，分別于處理后12、24、36、48、60 h隨機收集5頭活潑試蟲，提取總RNA，DNase I消去DNA，采用TaKara反轉(zhuǎn)錄試劑盒合成cDNA，-20 ℃冰箱保存。實時熒光定量 PCR試劑盒為 KOD SYBR qPCR Mix （TOYOBO）。根據(jù)LdGSTe1基因序列設(shè)計熒光定量PCR引物LdGSTe1-qF（5'-TTGGGACAGTCACGCA ATAG-3'）和 LdGSTe1-qR（5'-CCAGCCATGGAGAT GTGAATAA-3'）；以舞毒蛾Actin基因為內(nèi)參基因，引物為Action-qF（ATGTTAGTATGATCGAGCGTAT CG）和Action-qR（GCATGATCTGAGGAGCATCTT））。實時熒光定量PCR反應(yīng)程序：95 ℃預(yù)變性2 min；95 ℃變性15 s，58 ℃退火15 s，72 ℃延伸45 s，40循環(huán)；95 ℃變性15 s，60 ℃延伸1 min，95 ℃變性15 s，進行溶解曲線反應(yīng)。設(shè)置3個重復(fù)，采用文獻［22］的方法計算目的基因的相對表達量。

2　結(jié)果與分析

2.1舞毒蛾LdGSTe1基因的克隆結(jié)果

對舞毒蛾3齡幼蟲轉(zhuǎn)錄組數(shù)據(jù)進行分析，獲得了 1個舞毒蛾 GST基因（轉(zhuǎn)錄組文庫中編號為Unigene 27032）的全長cDNA序列。以舞毒蛾3齡幼蟲的cDNA為模板，通過RT-PCR擴增，電泳檢測為單一條帶，經(jīng)測序驗證，所得序列與預(yù)期基因的全長cDNA序列大小一致。BLAST分析顯示其屬于GST家族Epsilon類基因，故命名為LdGSTe1。LdGSTe1基因開放閱讀框（ORF）長為651 bp，編碼216個氨基酸（圖1）。

2.2舞毒蛾LdGSTe1基因的生物信息學

圖2　舞毒蛾LdGSTe1蛋白保守區(qū)預(yù)測Fig.2 Conserved domains of LdGSTe1 protein in L. dispar

ProtParam預(yù)測編碼蛋白基本理化特性，推測LdGSTe1分子式為C1101H1735N285O318S9，相對分子質(zhì)量為24 340，理論等電點為6.90，不穩(wěn)定系數(shù)（II）為28.10，為穩(wěn)定性蛋白，總平均疏水指數(shù)為-0.156，為親水性蛋白。TMpred和SignalP 4.1預(yù)測顯示該蛋白無信號肽和跨膜區(qū)。PSORT Prediction預(yù)測該蛋白位于細胞核內(nèi)。NetPhos 2.0 Server顯示，LdGSTe1蛋白含有4個絲氨酸磷酸化位點和2個蘇氨酸磷酸化位點及 4個絡(luò)氨酸磷酸化位點。NCBI 的CDD對LdGSTe1蛋白保守結(jié)構(gòu)域預(yù)測顯示，LdGSTe1蛋白屬于GST家族蛋白（圖2），在第3～77位為保守的N端結(jié)構(gòu)域GST_N_Delta_Epsilon，在第91～207位為C端結(jié)構(gòu)域GST_C_Delta_Epsilon。

通過NCBI BLASTP對舞毒蛾LdGSTe1蛋白進行在線比對，選出與其同源性較高（52%～58%）的其他昆蟲的14種GST蛋白，并利用Bioedit進行多序列比對分析。結(jié)果（圖3）顯示，LdGSTe1蛋白在進化上高度保守，屬于GST家族 Epsilon蛋白，預(yù)測這些物種間存在共同起源。

圖3　舞毒蛾LdGSTe1蛋白與其他昆蟲GST Epsilon蛋白的多序列比對Fig.3 Multiple sequence alignment of LdGSTe1 with GST Epsilon proteins in other inserts

應(yīng)用SWISS-MODEL軟件，于PBD庫中尋找LdGSTe1蛋白的同源蛋白，構(gòu)建三維模型（圖4）。結(jié)果顯示，舞毒蛾LdGSTe1蛋白包含1個N端結(jié)構(gòu)域和1個C端結(jié)構(gòu)域。N端結(jié)構(gòu)域為谷胱甘肽的結(jié)合區(qū)域，含有7個α-螺旋和4個β-折疊；C端為識別并結(jié)合底物區(qū)域，含有9個α-螺旋和4個β-折疊。α-螺旋和β-折疊是其主要結(jié)構(gòu)元件。

圖4　舞毒蛾LdGSTe1蛋白的三維結(jié)構(gòu)模擬Fig.4 Protein three-dimensional structure of LdGSTe1

利用MEGA 6.0軟件進行系統(tǒng)進化樹分析，來研究昆蟲間GST蛋白的進化關(guān)系。圖5結(jié)果表明，Delta和Epsilon家族處于同一分支，再與Theta家族聚為一族；Omega和Zeta家族聚類在一起，再與Delta、Epsilon及Theta家族聚為一族。Sigma家族與其他5個家族距離較遠，獨立成族，這與張學堯等［23］對飛蝗 LmGST的進化樹分析結(jié)果一致。LdGSTe1與家蠶、稻縱卷葉螟中Epsilon家族GST聚為一族，因此推測該基因?qū)儆谖瓒径闓ST Epsilon家族。

圖5　舞毒蛾LdGSTe1蛋白系統(tǒng)進化樹Fig.5 Phylogenetic tree analysis of LdGSTe1 protein in L. dispar

2.3魚藤酮脅迫對舞毒蛾LdGSTe1基因表達的影響

為研究植物源殺蟲劑魚藤酮對舞毒蛾3齡幼蟲LdGSTe1基因表達的影響，采用實時熒光定量PCR法，分析LdGSTe1基因在質(zhì)量濃度分別為4.0、10.0 mg/L的魚藤酮處理不同時間后的表達差異，結(jié)果表明，在4.0 mg/L和10.0 mg/L的魚藤酮處理下，舞毒蛾3齡幼蟲LdGSTe1基因表達均先下降后上升。4.0 mg/L魚藤酮處理12、24、36、48 h，LdGSTe1基因表達量均下降，處理12 h基因表達量最低，為對照的11%；處理60 h，LdGSTe1基因表達量上升，為對照的3.81倍。10.0 mg/L的魚藤酮處理12、24、36 h，LdGSTe1基因表達量均下降，處理24 h時基因表達量最低，為對照的 9%；處理 48、60 h，LdGSTe1基因表達量上升，處理 60 h時LdGSTe1基因表達量最大，為對照的3.6倍。

圖6　魚藤酮處理的舞毒蛾3齡幼蟲LdGSTe1基因的相對表達量Fig.6 LdGSTe1 gene expression in 3rdinstar larvae of L. dispar under rotenone stress

3　討論

本研究通過轉(zhuǎn)錄組分析和RT-PCR擴增，獲得1個舞毒蛾GST Epsilon家族基因，命名為LdGSTe1，該基因編碼一個由216個氨基酸組成的多肽，這與已報道的鱗翅目昆蟲煙夜蛾（Helicoverpa assulta）HaGSTe1編碼區(qū)推導(dǎo)表達217個氨基酸殘基［24］較為一致。煙夜蛾 HaGST 與其他物種 Epsilon 家族GSTs 結(jié)構(gòu)一樣，在 N端由 β-α-β-α-β-β-α的結(jié)構(gòu)基序組成，C端主要有5個α螺旋構(gòu)成，而舞毒蛾LdGSTe1蛋白N端結(jié)構(gòu)域含有4個β-折疊和7 個α-螺旋，C端含有9個α-螺旋和4個β-折疊，推測其結(jié)合的底物存在特異性。NCBI對LdGST蛋白保守結(jié)構(gòu)域預(yù)測顯示，第3～77位為保守的N端結(jié)構(gòu)域GST_N_Delta_Epsilon，在第91～207位為C端結(jié)構(gòu)域GST_C_Delta_ Epsilon，同源氨基酸比對和系統(tǒng)發(fā)育分析顯示，舞毒蛾GST屬于Epsilon家族，這可能是由于Epsilon 亞族是從Delta 亞族進化而來的緣故［5］。

昆蟲GST家族中Delta和Epsilon家族已被證實參與昆蟲抗藥性形成［7］。已有研究發(fā)現(xiàn)，雙翅目昆蟲中埃及伊蚊 AaGSTe2和岡比亞按蚊 AgGSTe2 對DDT、有機磷農(nóng)藥和擬除蟲菊酯類農(nóng)藥均具有代謝作用［25］；黑腹果蠅DmGSTe6和DmGSTe7基因?qū)谆鶎α蛄拙哂写x作用［26］；鱗翅目昆蟲中家蠶GST Epsilon家族具有過氧化酶活性和抗氧化壓力的功能［27-28］。研究［29］表明，GSTs 參與抗藥性的機制是由于其表達量的提高。本研究通過實時熒光定量PCR檢測顯示，舞毒蛾3齡幼蟲經(jīng)魚藤酮觸殺后，LdGSTe1基因相對表達量在后期出現(xiàn)上升，推測其過量表達參與了解毒反應(yīng)。

［1］ Qin G H，Jia M，Liu T，et al．Heterologous expression and characterization of a sigma glutathione S-transferase involved in carbaryl detoxification from oriental migratory locust，Losusta migratoria manilensis（Meyen）［J］. J Insect Physiol，2012，58（2）：220-227．

［2］ Sheehan D，Meade G，F(xiàn)oley V M，et al．Structure，function and evolution of glutathione transferases：implications for classification of non-mammalian members of an ancient enzyme superfamily［J］．Biochem J，2001，360：1-16．

［3］ Li X，Schuler M A，Berenbaum M R．Molecular mechanisms of metabolic resistance to synthetic and natural xenobiotics［J］．Annu Rev Entomol， 2007，52：231-253．

［4］ Chelvanayagam G，Parker M W，Board P G．Fly fishing for GSTs：a unified nomenelature for mammalian and insect glutathione transferases［J］．Chem Biol Interact，2001，133：256 - 260．

［5］ Robert F．Genomic organization of the glutathione S-transferase family in insects［J］．Mol Phylogen Evol，2011，61（3）：924 - 932．

［6］ Enayati A A，Ranson H，Hemingway J．Insert glutathione transferases and insecticide resisirance［J］．Insect Mol Biol，2005，14（1）：3-8．

［7］ Yang M L，Zhang J Z，Zhu K Y，et al. Mechanisms of organophosphate resistance in a field population of oriental migratory locust，Locusta manilensis （Meyen） ［J］. Arch Insect Biochem Physiol，2009，71（1）：3-15．

［8］ Ranson H，Rossiter L，Ortelli F，et al．Identification of a novel class of insert glutathione S-transferases involved in resistance to DTT in the malaria vector Anopheles gambiae［J］．Biochem J，2001，359（Pt 2）：295-304．

［9］ Syvanen M，Zhou Z H，Wang J Y．Glutathione transferase gene family from the housefly Musca domestica［J］．Mol Gen Genet，1994，245（1）：25-31．

［10］ Rauch N，Nauen R．Characterization and molecule cloning of a glutathione S-transferase from the whitefly Bemisia tabaci（Hemiptera：Aleyrodidae）［J］．Insect Biochem Mol Biol，2004，34（4）：321-329．

［11］ Lazarevic J，Peric V，Ivanovic J，et al．Host plant effects on the genetic variation and correlations in the individual performance of the gypsy moth ［J］．Funct Ecol，1998，12（1）：141-148．

［12］ 曹傳旺，孫麗麗，問榮榮，等．舞毒蛾LdOA1基因克隆分析及對3種殺蟲劑脅迫的響應(yīng)［J］．林業(yè)科學，2014，50（8）：102-106．

［13］ Toung Y P，Hsieh T S，Tu C P．The glutsthione S-transferase D genes．A divergently organized，intronless gene family in Drosophila melanogaster［J］．J Biol Chem，1993，268（13）：9737-9746．

［14］ Prapanthadara L，Ranson H，Somboon P，et al．Cloning，expression and characterization of an insert class I glutathione S-transferase from Anopheles dirus spscies B［J］．Insect Biochem Mol Biol，1988，28（5/6）：321-329．

［15］ Sonoda S，Ashfaq M，Tsumuki H．Genomic organization and developmental expression of glutathione S-transferase genes of the diamondback moth，Plutella xylostella［J］．J Insect Sci，2006，6：1-9．

［16］ Valles S M，Perera O P，Strong C A．Purification，biochemical characterization，and cDNA cloning of a glutathione S-transferase from the red imported fire ant，Solenopsis invicta［J］．Insect Biochem Mol Biol，2003，33（10）：981-988．

［17］ Walker J M．The proteomic protocols handbook［M］．New York：Humana Press，2005．

［18］ Blom N，Gammeltoft S，Brunak S．Sequence and structure-based prediction of eukaryotic protein phosphorylation sites［J］．J Mol Biol，1999，294（5）：1351-1362．

［19］ Arnold K，Bordoli L，Kopp J，et al．The SWISS-MODEL Workspace：a web-based environment for protein structure homology modelling［J］．J Bioinformatics，2006，22（2）：195-201．

［20］ Bordoli L，Schwede T．The SWISS-MODEL Repository and associated resources［J］．J Nucleic Acids Research，2009，37：387-392．

［21］ Peitsch M C．Protein modeling by E-mail［J］．J Bio/ Technology，1995，13：658-660．

［22］ Pfaffl M W，Horgan G W，Dempfle．Relative expression software tool（REST） for group-wise comparison and statistical analysis of relative expression results in real-time PCR［J］．Nucleic Acids Research，2002，30（9）：e36．

［23］ 張學堯，王建新，郭艷瓊，等．飛蝗谷胱甘肽S-轉(zhuǎn)移酶基因克隆、序列分析及表達特征［J］．昆蟲學報，2012，55（5）：520-526．

［24］ 楊新影，李亮，安世恒，等．煙夜蛾谷胱甘肽S-轉(zhuǎn)移酶基因的克隆、序列分析與表達［J］．昆蟲學報，54（6）：648-656．

［25］ Ortelli F，Rossiter L C，Vontas J，et al．Heterologous expression of four glutathione transferase genes genetically linked to a major insecticide-resistance locus from the malaria vector A–nopheles gambiae ［J］. Biochemical Journal，2003，373：957-963．

［26］ Alias Z，Clark A G．Adult Drosophila melanogaster glutathione S-transferases：effects of acute treatment with methyl parathion［J］． Pesticide Biochemistry and Physiology，2010，98：94-98．

［27］ Yamamoto K，Aso Y，Yamada N C．Catalytic function of an Epsilon-class glutathion S-transferase of the silkworm［J］. Insect Molecular Biology，2013，22（5）：523-531．

［28］ Ma B，Chang F N．Purification and cloning of a delta class glutathione transferase displaying high peroxidase activity isolated from the German cockroach Blattella germanica［J］．FEBS Journal，2007，274：1793-1803．

［29］ Grant D F．Evolution of glutathione S-transferase subunits in culicidae and related nematocera：electrophoretic and immunological evidence for conservedenzyme structure and expression［J］. Insect Biochem，1991，21（4）：435-445．

責任編輯：羅慧敏

英文編輯：羅 維

Cloning and functional analysis of GSTe1 gene from Lymantria dispar

Wen Rongrong， Wang Buyong， Ma Ling*
（School of Forestry， Northeast Forestry University， Harbin 150040， China）

Accroding to the transcriptome of the 3rdinstar larva of Lymantria dispar（L. dispar）， a Glutathione S-transferase gene was determined and obtained， which named LdGSTe1. The open reading frame （ORF） of LdGSTe1 was 651 bp encoding a protein of 216 amino acid residues. Sequence analysis showed that the amino acid sequences of LdGSTe1 protein contained two conserved domains， namely GST_C_Delta_Epsilon and GST_N_Delta_Epsilon，belonging to the thioredoxin-like superfamily and glutathione S-transferase superfamily. Phylogenetic tree analysis indicated that the LdGST belonged to GST Epsilon family. Protein structure showed LdGSTe1 contains an N-terminal and C-terminal， and organized mainly into α-helix and β-sheet. The expression of LdGSTe1 in 3rdinstar larvae L. Dispar under 4.0， 10.0 mg/L rotenone treatment was investigated using real-time fluorescence quantitative PCR. The results showed that the expression of LdGSTe1 in L. dispar was first down-regulated and then up-regulated. Therefore， LdGSTe1 gene was speculated to participate in the detoxification response of L. dispar.

Lymantria dispar； Glutathione S-transferase gene； cloning； gene expression analysis

問榮榮（1987—），女，山西大同人，博士研究生，主要從事森林害蟲防治研究，wenrongrong87@163.com；*通信作者，馬玲，博士，教授，主要從事昆蟲生態(tài)學研究，maling63@163.com

S763.42；Q785

A

1007-1032（2016）04-0386-07

2015-12-13 修回日期：2016-04-05

國家“863”計劃項目（2013AA102701）；黑龍江省自然科學基金項目（ZD201404）；中央高校基本科研業(yè)務(wù)專項（2572016AA09）