劉倩倩，　邱永乾，　劉炯?xì)J，　孫建安，　薛長(zhǎng)湖，　毛相朝

中國(guó)海洋大學(xué)食品科學(xué)與工程學(xué)院， 山東 青島 276000

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大孔樹(shù)脂固定化磷脂酶D

劉倩倩，邱永乾，劉炯?xì)J，孫建安*，薛長(zhǎng)湖，毛相朝

中國(guó)海洋大學(xué)食品科學(xué)與工程學(xué)院， 山東 青島 276000

摘要：磷脂酶D( PhospholipaseD, EC3.1.4.4 , PLD)是催化磷酸酯鍵水解和堿基交換反應(yīng)的一類酶的總稱。利用PLD的轉(zhuǎn)堿基作用是目前催化合成磷脂酰絲氨酸(PS)的最佳途徑。本實(shí)驗(yàn)以5種大孔樹(shù)脂為載體固定化磷脂酶D(PLD)進(jìn)行了研究。以酶回收率為主要指標(biāo)，選擇了最佳載體和優(yōu)化了固定化條件。結(jié)果表明：非極性陽(yáng)離子交換樹(shù)脂H103是最佳固定化載體；其最優(yōu)固定化條件：加酶液量1.2 mL，固定時(shí)間80 min，pH 6.0檸檬酸-檸檬酸鈉的緩沖液濃度為10 mmol/L。最佳固定化條件下，固定化之后的PLD比游離PLD酶活提高了三倍。

關(guān)鍵詞：磷脂酶D； 固定化； 大孔樹(shù)脂

磷脂(PL)是一種兩親水脂分子，含有一個(gè)親水性的磷酸酯(hydrophilic head)和兩個(gè)疏水性的長(zhǎng)鏈脂肪酸(hydrophobic tail)[1]。磷脂是細(xì)胞膜的重要成分，在植物種子、禽類的蛋黃動(dòng)物內(nèi)臟及大腦中含量豐富，具有保濕、乳化、抗氧化等生理功能[2]。磷脂狹義上是指磷脂酰膽堿(Phosphatidyleholin, PC)，廣義上是磷脂類混合物的總稱。根據(jù)磷脂所含有磷脂?；牟煌蓪⒘字譃椋毫字Ｄ憠A(Phosphatidylcholine,PC)、磷脂酰乙醇胺(Phosphatidyl-ethanolamin,PE)、磷脂酰肌醇(Phosphatidylinositol,PL)、磷脂酸絲氨酸(Phosphatidylserine,PS)、磷脂酰甘油(Phosphatidylglycero,PG)和神經(jīng)鞘磷脂(Springmyehn,SM)[3]。磷脂酰絲氨酸(PS)是磷脂中一種天然的稀有磷脂，能控制和調(diào)節(jié)細(xì)胞膜關(guān)鍵蛋白的功能狀態(tài)[4]，維持細(xì)胞的內(nèi)部環(huán)境，在信號(hào)轉(zhuǎn)導(dǎo)以及分泌小泡釋放中具有重要作用[5]。臨床研究表明，PS具有重要的營(yíng)養(yǎng)和生理功能，特別是在預(yù)防阿爾茨海默氏癡呆，改善記憶，提高警惕和關(guān)注，緩解抑郁和減少壓力等方面[6, 7]。磷脂酰絲氨酸(PS)是一種尤其重要的磷脂，對(duì)生命活動(dòng)的進(jìn)行具有重要的作用，但是自然界中PS含量很低，目前獲得PS的方法主要是生物提取法和酶轉(zhuǎn)化法。早期的PS主要從植物種子和動(dòng)物細(xì)胞中提取，但是植物種子中的PS含量極低，提取法主要是集中在動(dòng)物組織大腦和肝臟等。最近幾年，由于瘋牛病[8]的影響，從動(dòng)物組織中提取PS，受到人們的質(zhì)疑[9]。酶轉(zhuǎn)化法制備PS主要是利用天然的大豆磷脂和絲氨酸為底物，在磷脂酶D的催化作用下，通過(guò)磷脂酶D的轉(zhuǎn)?；饔煤铣蒔S[10, 11]，與生物提取法相比，生物酶法反應(yīng)條件溫和，無(wú)污染，產(chǎn)品安全等優(yōu)點(diǎn)，目前PS合成主要使用生物酶法。

磷脂酶D( Phospholipase D, EC3,1.4.4, 縮寫為PLD)，是能夠催化磷酸酯鍵水解以及堿基交換反應(yīng)能力的一類酶的總稱[12]。磷脂酶D具有廣泛的底物特異性，能夠合成各種稀有磷脂，例如磷脂酰甘油，磷脂酰絲氨酸，磷脂酰肌醇以及一些人工稀有磷脂等[13-15]，它廣泛存在于動(dòng)物，植物，及各種微生物如酵母、細(xì)菌中。早在1947年，Hanahan 和Chaikoff[16]等人在胡蘿卜中首次發(fā)現(xiàn)了PLD，隨后研究者又相繼在白菜、花生、棉子中發(fā)現(xiàn)了PLD的蹤跡。動(dòng)物PLD主要分布在腦、肝臟等器官中，植物PLD主要分布在植物種子、根等組織中。微生物源的PLD由于其來(lái)源廣泛、水解及轉(zhuǎn)酯活性較高，因而是獲得PLD的最佳途徑。目前，已報(bào)道的產(chǎn)磷脂酶D的微生物種類繁多，主要有鏈霉菌(Streptomyces)、棒狀桿菌(Corynebacterium)、大腸桿菌(Escherichia)、沙門氏桿菌(Salmonella)以及假單胞菌(Pseudomonas)等[17]。

本文主要對(duì)實(shí)驗(yàn)室保藏菌種Acinetobacterradioresistensa2產(chǎn)生的PLD游離酶進(jìn)行了固定化，實(shí)驗(yàn)利用了5種大孔樹(shù)脂，通過(guò)對(duì)固定化載體，pH，固定化時(shí)間，載樣量以及緩沖液離子濃度的優(yōu)化，確定了最佳固定化條件為：非極性陽(yáng)離子交換樹(shù)脂H103是最佳固定化載體，固定時(shí)間80 min，加酶液量1.2 mL，pH 6.0的檸檬酸-檸檬酸鈉的緩沖液濃度為10 mmol/L。最后在不同pH條件下，比較了游離PLD和固定化PLD的酶活回收率，在固定化之后，PLD的酶活回收率提高了三倍。

1材料與方法

1.1實(shí)驗(yàn)材料

菌株：Acinetobacterradioresistensa2 由本實(shí)驗(yàn)室篩選保藏。

1.2主要試劑

膽堿氧化酶，辣根過(guò)氧化物酶，氯化膽堿，Tris，EDTA，4-氨基安替吡啉，95%PC，曲拉通-100，乙醚。

培養(yǎng)基配方：

種子培養(yǎng)基(%)：蛋白胨 1，酵母粉0.5，NaCl 1，pH 7.4，121 ℃滅菌20 min。

發(fā)酵培養(yǎng)基(%)：蛋白胨 1， NaCl 0.3，MgSO4·7H2O 0.05，CaCl20.1，pH 6.5，蒸汽滅菌20 min冷卻后加入新鮮蛋黃2 mL。

1.3實(shí)驗(yàn)方法

1.3.1微生物培養(yǎng)及發(fā)酵基質(zhì)的準(zhǔn)備

將菌種活化后接種于種子培養(yǎng)基中，以10%的接種量于發(fā)酵培養(yǎng)基中，28 ℃，180 r/min震蕩培養(yǎng)168 h。

1.3.2酶液制備

將發(fā)酵液離心(10 000 r/min，4 ℃，15 min)，收集離心液并以0.22 μm膜過(guò)濾，即為粗酶液。

1.3.3PLD酶活性測(cè)定方法

酶聯(lián)比色法是利用PLD水解PC產(chǎn)生膽堿，膽堿在膽堿氧化酶和過(guò)氧化物酶的作用下形成紅色顯色物質(zhì)，在500 nm 處有最大吸收峰。由于膽堿氧化酶和過(guò)氧化物酶價(jià)格昂貴，在參考Imamura and Horiuti[18]方法下做了稍微的修改。PLD酶活性定義為在此反應(yīng)條件下，每min水解產(chǎn)生1 μmol膽堿所需要的酶量為一個(gè)酶活單位。

1.3.4固定化載體的選擇及固定化條件優(yōu)化

1.3.4.1固定化載體處理

固定化載體的預(yù)處理：分別取AB-8 、NKA-9、 H103 、D101、D301各0.1 g，分別置于6 mL親和層析柱中，依次加入5倍體積的0.5 mol/L HCl、5倍體積的0.5 mol/L NaOH、5倍體積的0.5 mol/L HCl進(jìn)行洗脫，最后用pH 6.0 0.02 mol/L的檸檬酸-檸檬酸鈉緩沖液(CPBS)進(jìn)行5倍體積洗脫。各取1.3.2處理過(guò)的酶液1.0 mL與上述處理過(guò)的大孔樹(shù)脂混合，并分別加入pH 6.0 0.02 mol/L的CPBS緩沖液0.3 mL，置于搖床(4 ℃，120 r/min)吸附1 h，之后取出，將上清液放出并收集，吸附后的載體用上述CPBS緩沖溶液5倍體積洗滌，重復(fù)三次進(jìn)行平行實(shí)驗(yàn)。分別測(cè)定固定化酶的酶活力，計(jì)算酶活回收率并以之為指標(biāo)，選擇具有較高酶活回收率的載體進(jìn)行優(yōu)化，并得出最佳固定化條件。

1.3.4.2固定化pH選擇

準(zhǔn)確稱取固定化效果最佳的載體0.1g每份，按照1.3.4.1中所述方法進(jìn)行預(yù)處理。之后分別用濃度20 mmol/L的 pH 5.0 NaAc-HAC、pH 6.0的PBS、pH 6.0 CPBS、pH 7.0 Tris-HCl、pH 8.0的Tris-HCl進(jìn)行5倍體積洗脫。準(zhǔn)確量取處理過(guò)的酶液1.0 mL與上述處理過(guò)的大孔樹(shù)脂進(jìn)行混合，并分別對(duì)應(yīng)加入上述緩沖液0.3 mL，置于搖床(4 ℃，120 r/min)吸附60 min后取出，將上清液放出，吸附后的載體再對(duì)應(yīng)用上述緩沖溶液5倍體積洗滌，重復(fù)三次進(jìn)行平行實(shí)驗(yàn)，最后分別測(cè)定固定化酶的水解活力，然后計(jì)算酶活回收率，并以之為指標(biāo)進(jìn)行衡量。

1.3.4.3固定化條件優(yōu)化

根據(jù)1.3.4.1、1.3.4.2結(jié)果選擇最優(yōu)載體及最佳緩沖液pH，然后從固定時(shí)間、載體載量、緩沖液濃度三個(gè)方面對(duì)固定化條件進(jìn)行優(yōu)化。

(1) 固定化時(shí)間優(yōu)化

準(zhǔn)確稱取最優(yōu)載體0.1 g，按照1.3.4.1中所述方法進(jìn)行預(yù)處理。取1.3.2處理過(guò)的酶液1.0 mL與上述處理過(guò)的大孔樹(shù)脂混合，并分別加入pH 6.0的0.02 mol/L的CPBS緩沖液0.3 mL，置于搖床(4 ℃，120 r/min)上分別吸附30 min、60 min、70 min、80 min、90 min后取出，將上清液放出，吸附后的載體用上述CPBS緩沖溶液5倍體積洗滌，分別測(cè)定固定化酶的酶活力，重復(fù)三次進(jìn)行平行實(shí)驗(yàn)，然后計(jì)算酶回收率。

(2) 固定化酶液量?jī)?yōu)化

準(zhǔn)確稱取最優(yōu)載體 0.1 g，按照1.3.4.1中所述方法進(jìn)行預(yù)處理。分別取1.3.2處理過(guò)的酶液0.4 mL、0.6 mL、0.8 mL、1.0 mL、1.2 mL、1.5 mL、2.0 mL與上述處理過(guò)的大孔樹(shù)脂混合，并加入超純水補(bǔ)足2.0 mL，并分別加入pH 6.0的0.02 mol/L的CPBS緩沖液0.3 mL。置于搖床(4 ℃，120 r/min)上吸附60 min后取出，將上清液放出，吸附后的載體用上述CPBS緩沖溶液5倍體積洗滌，分別測(cè)定固定化酶的酶活力，重復(fù)三次進(jìn)行平行實(shí)驗(yàn)，計(jì)算酶回收率。

(3) 緩沖液濃度優(yōu)化

準(zhǔn)確稱取最優(yōu)載體0.1 g，按照1.3.4.1中所述方法進(jìn)行預(yù)處理。在用緩沖液洗脫的時(shí)候，分別用超純水、pH 6.0的1 mmol/L、5 mmol/L、10 mmol/L、20 mmol/L的CPBS緩沖液進(jìn)行5倍體積洗脫。分別取1.3.2處理過(guò)的酶液1.0 mL與上述處理過(guò)的大孔樹(shù)脂混合之后再相應(yīng)加入超純水、pH 6.0的1 mmol/L、5 mmol/L、10 mmol/L、20 mmol/L的CPBS緩沖液各0.3 mL，置于搖床(4 ℃，120 r/min)上吸附60 min后取出，將上清液放出，吸附后的載體用上述CPBS緩沖溶液5倍體積洗滌，測(cè)定固定化酶的酶活力，重復(fù)三次進(jìn)行平行實(shí)驗(yàn)。

2結(jié)果與討論

2.1固定化載體的選擇

固定化載體的理化性質(zhì)對(duì)固定化效率及固定化酶催化能力有重要影響[23]。從圖1中可以發(fā)現(xiàn)在同等處理?xiàng)l件下的固定化效果，陽(yáng)離子交換樹(shù)脂>吸附樹(shù)脂>陰離子交換樹(shù)脂。H103效果最好，其次是D101、H103 、D101均為非極性陽(yáng)離子交換樹(shù)脂，固定化時(shí)加入pH 6.0的CPBS緩沖液，在該體系中陽(yáng)離子交換樹(shù)脂的活性基團(tuán)更易與PLD完成交換。由表1發(fā)現(xiàn)，H103與D101相比，平均孔徑較小，但比表面積較大，這使在相同固定條件下單位載體量的H103固定化效果更好。

表1　固定化載體性質(zhì)

圖1　不同樹(shù)脂對(duì)PLD固定化效果的影響

2.2固定化pH選擇

磷脂酶D的理論等電點(diǎn)是9.5，因而在上述對(duì)應(yīng)pH條件下，磷脂酶D均帶正電荷。圖2表明PLD固定化的最適pH及緩沖液為pH 6.0的CPBS緩沖液，這可能是因?yàn)镃PBS緩沖液使酶分子和大孔樹(shù)脂的相互作用增強(qiáng)。

圖2　不同pH對(duì)PLD固定化效果的影響

2.3固定化條件優(yōu)化

2.3.1固定化時(shí)間優(yōu)化

圖3是固定化時(shí)間對(duì)PLD固定化的影響，表明隨著固定化時(shí)間的不斷延長(zhǎng)，固定化酶的比活逐漸增加，當(dāng)固定化時(shí)間是80 min時(shí)，酶活回收率最高，達(dá)到了97.99%。當(dāng)時(shí)間繼續(xù)增至90 min時(shí)，酶活回收率降至71.69%。這可能是由于吸附時(shí)間過(guò)長(zhǎng)而導(dǎo)致部分PLD失活，另一方面載體結(jié)合過(guò)多的酶時(shí)，其孔道被堵塞而導(dǎo)致酶蛋白分子相互屏蔽，與底物契合的酶數(shù)量減少[19]。因而固定化時(shí)間最優(yōu)為80 min，這與文獻(xiàn)[20]報(bào)道的大孔樹(shù)脂固定假絲酵母脂肪酶的固定化酶活最佳時(shí)間為(60～90)min相吻合。

圖3　固定化時(shí)間對(duì)PLD固定化效果的影響

2.3.2載體載量?jī)?yōu)化

由圖4發(fā)現(xiàn)隨著酶液量的逐漸增加，固定化酶活回收率呈上升趨勢(shì)，當(dāng)酶液量為1.2 mL時(shí)，固定化酶活和活力回收達(dá)到了最高(分別為82.13 U、97.77%)，然后隨著酶液量的進(jìn)一步升高，固定化酶活和活力回收又分別降低至74.95 U、89.22%。單位質(zhì)量的載體固定的酶量是一定的，所以隨著酶液量的增加，酶活力回收率反而下降。由此我們可以確定1.2 mL是固定化酶的最佳酶液量。

圖4　酶液量對(duì)固定化效果的影響

2.3.3CPBS緩沖液離子強(qiáng)度優(yōu)化

緩沖液離子強(qiáng)度也是PLD固定化的重要影響因素之一。在圖5中，我們發(fā)現(xiàn)隨著離子強(qiáng)度的增加，固定化酶的比活及酶活回收率呈上升趨勢(shì)，在10 mmol/L，pH 6.0條件下固定化效果最好，酶活及酶活回收率分別達(dá)到了78.44 U、93.38%，這可能是因?yàn)殡x子強(qiáng)度過(guò)高，可能會(huì)產(chǎn)生某種電荷屏蔽作用，致使底物分子不能接近酶的活性中心，因而酶的催化效率會(huì)降低，而合適的離子濃度會(huì)促進(jìn)酶與底物分子的結(jié)合。

圖5　CPBS離子強(qiáng)度對(duì)固定化效果的影響

2.4固定化和游離PLD比較

pH對(duì)固定化酶及游離酶活性的影響見(jiàn)圖6，以pH為7.0時(shí)的酶活為100%計(jì)算，由圖我們可發(fā)現(xiàn)二者的最適pH均為7.0，但是固定化酶在pH 5.0～8.0時(shí)活性都比較好，而游離酶只在pH 7.0～8.0范圍內(nèi)保持較好的活力，這表明與游離酶相比，固定化酶受環(huán)境pH值的影響較小，適用的pH范圍較廣。在pH 6的條件下，固定化PLD的活力比游離PLD提高了三倍。

圖6　不同pH值下固定化酶及游離酶的相對(duì)酶活

3結(jié)論

以酶活回收率為主要指標(biāo)，選擇H103作為固定化載體。并在此基礎(chǔ)上進(jìn)行固定化條件優(yōu)化，綜合固定化時(shí)間、酶液量、緩沖液濃度因素進(jìn)行的單因素考察的結(jié)果，發(fā)現(xiàn)固定化最佳條件是固定時(shí)間為80 min，酶液量1.2 mL，pH 6.0濃度為10 mmol/L的CPBS緩沖液。與游離酶相比，固定化酶受環(huán)境pH值的影響較小，適用的pH范圍較廣。在pH 6的條件下，固定化PLD的活力比游離PLD提高了三倍。

參考文獻(xiàn)

[1]Doig SD, Diks RMM. Toolbox for exchanging constituent fatty acids in lecithins [J]. European Journal of Lipid Science & Technology, 2003, 105(105): 359-367.

[2]SILVA R, 沈益民. 磷脂作為谷物工業(yè)的天然表面活性劑 [J]. 糧食與油脂, 1991, (2): 19-22.

[3]張德權(quán), 陳衛(wèi)濤, 張柏林. 高效液相色譜法測(cè)定大豆中卵磷脂的含量 [J]. 核農(nóng)學(xué)報(bào), 2006, 20(5): 414-416.

[4]鐘秀麗, 崔德才, 李玉中. 磷脂酶D的細(xì)胞信號(hào)轉(zhuǎn)導(dǎo)作用 [J]. 植物生理與分子生物學(xué)學(xué)報(bào), 2005, 31(5): 451-460.

[5]Gianotti C, Porta A, De Graan PN,etal. B-50/GAP-43 phosphorylation in hippocampal slices from aged rats: Effects of phosphatidylserine administration [J]. Neurobiol Aging, 1993, 14(5): 401-406.

[6]Hashioka S, Han YH, Fujii S,etal. Phosphatidylserine and phosphatidylcholine-containing liposomes inhibit amyloid beta and interferon-gamma-induced microglial activation [J]. Free Radic Biol Med , 2007, 42(7): 945-954.

[7]Kato-Kataoka A, Sakai M, Ebina R,etal. Soybean-derived phosphatidylserine improves memory function of the elderly Japanese subjects with memory complaints [J]. J Clin Biochem Nutr , 2010, 47(3): 246-255.

[8]Blackwell GJ. Inhibition of phospholipase [J]. British Medical Bulletin, 1983, 39(3): 260-264.

[9]Duan ZQ, Hu F. Efficient synthesis of phosphatidylserine in 2-methyltetrahydrofuran [J]. J Biotechnol , 2013, 163(1): 45-49.

[10]楊治彪. 磷脂酶D制備及催化合成磷脂酰絲氨酸工藝研究 [D]. 西北大學(xué), 2008.

[11]陳圣.Streptomycesracemochromogenes磷脂酶D制備、性質(zhì)及催化產(chǎn)磷脂酰絲氨酸研究 [D]. 南京工業(yè)大學(xué), 2013.

[12]Morris AJ, Frohman MA, Engebrecht J. Measurement of Phospholipase D Activity [J]. Anal Biochem , 1997, 252(1): 1-9.

[13]Singh A. Process for the preparation of headgroup-modified phospholipids using phosphatidylhydroxyalkanols as intermediates [M]. US. 1995.

[14]Juneja LR, Kazuoka T, Goto N,etal. Conversion of phosphatidylcholine to phosphatidylserine by various phospholipases D in the presence of l- or d-serine [J]. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Lipids and Lipid Metabolism, 1989, 1003(89): 277-283.

[15]Takami M, Hidaka N, Miki S,etal. Enzymatic Synthesis of Novel Phosphatidylkojic Acid and Phosphatidylarbutin, and Their Inhibitory Effects on Tyrosinase Activity [J]. Bioscience Biotechnology & Biochemistry, 1994, 58(9): 1716-1717.

[16]Hanahan DJ, Chaikoff IL. A new phospholipide-splitting enzyme specific for the ester linkage between the nitrogenous base and the phosphoric acid grouping [J]. J Biol Chem , 1947, 169(3): 699-705.

[17]代書(shū)玲, 張江, 商軍. 磷脂酶D高效產(chǎn)生菌的篩選及鑒定[J]. 江蘇農(nóng)業(yè)科學(xué), 2013, 41(3): 309-311.

[18]Imamura S, Horiuti Y. Enzymatic determination of phospholipase D activity with choline oxidase [J]. J Biochem , 1978, 83(3): 677-680.

[19]楊建軍, 馬曉迅, 王貴軍. 大孔樹(shù)脂吸附固定化脂肪酶機(jī)理研究 [J]. 西北大學(xué)學(xué)報(bào)：自然科學(xué)版, 2009, 39(2): 241-245.

[20]蔡宏舉, 付大雁, 王滿意等. 大孔載體固定化脂肪酶 [J]. 過(guò)程工程學(xué)報(bào), 2007, 4): 773-777.

doi:10.3969 /j.issn.1001-6678.2016.03.005

基金項(xiàng)目：山東省科技重大專項(xiàng)：海洋食品現(xiàn)代加工與產(chǎn)業(yè)鏈質(zhì)量控制體系研究(2015ZDZX05003)；青島市市南區(qū)科技發(fā)展資金：蝦頭中功能物質(zhì)的生物轉(zhuǎn)化技術(shù)及活性評(píng)價(jià)(2014-14-002-SW)；中央高?；究蒲袠I(yè)務(wù)費(fèi)專項(xiàng)基金：海洋生物酶工程平臺(tái)技術(shù)及應(yīng)用(201564018)。

作者簡(jiǎn)介：劉倩倩(1989～)，女，研究生。E-mail: 15253231129@163.com。 *通訊作者: 孫建安(1984～)，男，工學(xué)博士，講師，主要從事水產(chǎn)資源的酶催化轉(zhuǎn)化研究。E-mail:: sunjianan@ouc.edu.cn。

Immobilization of phospholipase D by macroporous resin

LIU Qian-qian, QIU Yong-qian, LIU Jiong-qin, SUN Jian-an , XUE Chang-hu, MAO Xiang-zhao

Food science and engineering, Ocean university of China, Shandong, Qingdao, 276000

AbstractPhospholipase D (PLD) generally defined as a kind of enzyme catalyzes PC to generate choline and PA. PLD transacylation is currently the best way for catalytic synthesis of phosphatidylserine. In this study, five kinds of macroporous resin were chosen to immobilize phospholipase D. The enzyme recovery activity was served as the main indexes, then the optimum carrier was confirmed and the immobilized conditions were optimized. The results showed that the nonpolar H103 was the best carrier and the optimum conditions for immobilized PLD were as follows: the amount of enzyme solution 1.2 mL, pH 6.0 of citric acid-sodium citrate buffer 10 mmol/L and immobilized for 80 minutes. Under the optimized conditions, the immobilized PLD displayed the highest activity, which was three times than that of the free PLD.

Key wordsphospholipase D; immobilization; macroporous resin