謝桂琴，徐曉靜，張煥相

（蘇州大學(xué)基礎(chǔ)醫(yī)學(xué)與生物科學(xué)學(xué)院細(xì)胞生物學(xué)系，江蘇蘇州215123）

基質(zhì)細(xì)胞衍生因子-1α對間充質(zhì)干細(xì)胞遷移的影響

謝桂琴，徐曉靜，張煥相

（蘇州大學(xué)基礎(chǔ)醫(yī)學(xué)與生物科學(xué)學(xué)院細(xì)胞生物學(xué)系，江蘇蘇州215123）

目的：研究基質(zhì)細(xì)胞衍生因子-1α（stromal cell-derived factor-1α，SDF-1α）對間充質(zhì)干細(xì)胞（mesenchymal stem cells，MSCs）遷移的影響及可能的機(jī)制。方法：采用全骨髓法體外分離培養(yǎng)并擴(kuò)增大鼠骨髓來源的MSCs，應(yīng)用Boyden趨化小室實(shí)驗(yàn)觀察不同質(zhì)量濃度（0，5，25，50和100 ng／mL）的SDF-1α對MSCs定向遷移的影響，通過蛋白質(zhì)印跡法和Boyden趨化小室實(shí)驗(yàn)觀察細(xì)胞內(nèi)PI3K／Akt和MAPKs信號通路在MSCs向SDF-1α遷移過程中的變化。結(jié)果：不同質(zhì)量濃度的SDF-1α通過調(diào)節(jié)PI3K／Akt和MAPKs信號通路，不同程度上影響MSCs的趨化性遷移，低質(zhì)量濃度的SDF-1α促進(jìn)細(xì)胞遷移，而高質(zhì)量濃度對細(xì)胞遷移起到抑制作用；阻斷MSCs中基底水平PI3K／Akt和MAPKs信號通路在不同程度上抑制了MSCs趨向SDF-1α遷移作用。結(jié)論：MSCs向SDF-1α遷移能力隨著PI3K／Akt信號的強(qiáng)弱而增減；JNK／SAPK信號的減弱顯著抑制了SDF-1α誘導(dǎo)的MSCs定向遷移；SDF-1α可以促進(jìn)細(xì)胞內(nèi)ERK1／2和p38MAPK兩條信號通路，而ERK1／2和p38MAPK信號對SDF-1α促進(jìn)的細(xì)胞遷移影響并不顯著。

間充質(zhì)干細(xì)胞；基質(zhì)細(xì)胞衍生因子-1α；細(xì)胞遷移；PI3K／Akt和MAPKs信號通路

間充質(zhì)干細(xì)胞（mesenchymal stem cells，MSCs）因來源廣泛，體外培養(yǎng)增殖快，生長穩(wěn)定，無免疫排斥及多向分化潛能，在細(xì)胞治療及組織工程學(xué)中成為了一種頗具前景的種子細(xì)胞［1－2］，廣泛應(yīng)用于臨床治療。在細(xì)胞介導(dǎo)的治療中，需誘導(dǎo)足夠數(shù)量的自體或外源移植的MSCs到所需部位［3］，要求這些細(xì)胞能夠正常生存及更新，并可遷移至特定部位。大量研究發(fā)現(xiàn)移植的MSCs對于機(jī)體的病灶部位會產(chǎn)生明顯的趨化遷移效應(yīng)，該趨化性遷移是由受損部位所分泌的如肝細(xì)胞生長因子（HGF）、血管內(nèi)皮生長因子（VEGF）等生長因子及炎癥信號分子所誘導(dǎo)引起的［4－5］。

基質(zhì)細(xì)胞衍生因子-1α（stromal cell-derived factor-1α，SDF-1α）是由骨髓基質(zhì)細(xì)胞及其他相關(guān)的間質(zhì)細(xì)胞和上皮細(xì)胞分泌的一種趨化蛋白，可以誘導(dǎo)多種類型細(xì)胞遷移［6－8］。CXC族趨化因子受體-4（CXCR4）是目前已知SDF-1α的唯一受體，SDF-1α的趨化作用由其受體CXCR4介導(dǎo)，兩者結(jié)合并通過相互作用啟動下游信號通路。PI3K／Akt和MAPKs信號通路參與調(diào)節(jié)細(xì)胞增殖、分化、凋亡、遷移等多種細(xì)胞行為，尤其在趨化因子誘導(dǎo)的細(xì)胞定向遷移中起著至關(guān)重要的作用［9－11］。大量研究表明，抑制PI3K／Akt或MAPKs信號通路影響多種類型細(xì)胞遷移［12－13］。在本實(shí)驗(yàn)中，我們主要利用Boyden趨化小室實(shí)驗(yàn)和蛋白質(zhì)印跡技術(shù)觀察PI3K／Akt和MAPKs信號通路對SDF-1α誘導(dǎo)的MSCs定向遷移的影響。

1 材料與方法

1.1 材料

1.1.1 實(shí)驗(yàn)動物 100～150 g Sprague Dawley（SD）大鼠，由蘇州大學(xué)實(shí)驗(yàn)動物中心提供。動物實(shí)驗(yàn)依照《中華人民共和國實(shí)驗(yàn)動物管理?xiàng)l例》和《蘇州大學(xué)實(shí)驗(yàn)動物管理辦法》實(shí)施。

1.1.2 主要試劑 L-DMEM培養(yǎng)基（Gibco公司）、胎牛血清（Gibco公司）、胰蛋白酶（Sigma公司）、EDTA（Bio Basic公司）、SDF-1α（PeproTech公司）。羊抗兔p-Akt（Ser473）、Akt、p-JNK／SAPK（Thr183／Tyr185）、JNK／SAPK、p-ERK1／2（Thr202／Tyr204）、ERK1／2、p-p38MAPK（Thr180／Tyr182）、p38MAPK抗體（Santa Cruz公司），羊抗鼠β-肌動蛋白（Cell Signaling Technology公司），HRP-山羊抗兔、山羊抗鼠二抗（PTGLAB公司）。

1.2 方法

1.2.1 MSCs的分離與培養(yǎng)

SD大鼠乙醚麻醉后頸椎脫臼法處死，75%乙醇浸泡消毒5 min，取出股骨、脛骨，放置在預(yù)冷的75%乙醇中。移入超凈臺在無菌環(huán)境中操作，剔除肌肉組織，剪斷股骨、脛骨兩端，用2mL注射器吸取含10%胎牛血清的L-DMEM完全培養(yǎng)基，吹打骨髓腔至發(fā)白，細(xì)胞懸液吹打均勻，計數(shù)，細(xì)胞以2× 106／mL的密度接種于60mm培養(yǎng)皿中，置于37℃、飽和濕度、5%CO2的細(xì)胞培養(yǎng)箱中培養(yǎng)。24 h后細(xì)胞第1次換液，之后每3 d換液。2周左右，細(xì)胞匯合度達(dá)80%～90%，吸出培養(yǎng)皿中的培養(yǎng)基，加入2 mL PBS以清洗死細(xì)胞及殘留培養(yǎng)基。加入1 mL預(yù)熱的0.25%的胰酶消化，顯微鏡下觀察細(xì)胞回縮成圓形時，棄去胰酶。加入2 mL完全培養(yǎng)基終止消化，利用移液槍輕柔吹打皿底，使所有細(xì)胞完全懸浮，按1∶2比例傳代接種細(xì)胞。實(shí)驗(yàn)所用的MSCs均是第3－10代細(xì)胞。

1.2.2 Boyden趨化小室實(shí)驗(yàn) 待MSCs匯合度達(dá)到80%時，用無血清的L-DMEM預(yù)處理細(xì)胞，30 min后棄去處理液，0.25%胰酶消化，收集細(xì)胞并計數(shù)，調(diào)整細(xì)胞密度為8×105／mL待用。Boyden小室裝置的下室每孔加入30μL不同質(zhì)量濃度的SDF-1α（0，5，25，50和100 ng／mL），每組9個重復(fù)，用不含聚乙烯吡咯的聚碳酸酯膜（左上角剪一缺口）蓋住下室48孔，分別蓋上軟塑片和硬塑片，擰緊螺帽。上室每孔加入L-DMEM懸液的MSCs 50μL（含4× 104個細(xì)胞／室）。將Boyden小室置于一潔凈的濕盒中，37℃細(xì)胞培養(yǎng)箱內(nèi)靜置4 h。取出小室，松開螺帽，取出膜。夾子夾住膜的兩端，刀片刮去上室膜面細(xì)胞，于PBS中輕洗。將下室膜面細(xì)胞置于4%低聚甲醛中固定30min，再置于5%結(jié)晶紫中染色10min，自來水漂洗，倒置相差顯微鏡拍照。各實(shí)驗(yàn)組隨機(jī)抽取4～6個視野，使用Image J軟件計數(shù)通過微孔遷移至膜下方的細(xì)胞。每組實(shí)驗(yàn)重復(fù)3次。

研究PI3K／Akt、MAPKs信號通路對MSCs向SDF-1α遷移影響的實(shí)驗(yàn)中，分別采用特異性小分子化學(xué)抑制劑30μmol／L的LY294002、50μmol／L的PD98059、30μmol／L的SB203580、10μmol／L的SP600125預(yù)處理細(xì)胞，L-DMEM預(yù)處理作為對照組，30 min后消化收集細(xì)胞。Boyden小室裝置的下室加入25 ng／mL SDF-1α30μL，上、下室分別含有相對應(yīng)的L-DMEM或抑制劑進(jìn)行細(xì)胞遷移檢測。

1.2.3 蛋白質(zhì)免疫印跡 待MSCs匯合度達(dá)到80%左右，用無血清的L-DMEM預(yù)處理細(xì)胞30 min，棄去培養(yǎng)基，分別加入不同質(zhì)量濃度的SDF-1α（0，5，25，50和100 ng／mL）30 min或加入25 ng／mL SDF-1α不同時間（0，5，15，30和60 min）后，用預(yù)冷的PBS清洗1遍，將細(xì)胞置于冰上，向培養(yǎng)皿中加入200μL含磷酸酶和蛋白酶抑制劑的細(xì)胞裂解液，用細(xì)胞刮將貼壁細(xì)胞刮下，2 mL注射器反復(fù)抽吸，直至黏稠液體變得清亮。12 000×g，4℃離心10 min。取上清，記錄上清體積。利用BCA試劑盒測定蛋白的濃度。向上清液中按比例加入4×上樣緩沖液，95℃煮10 min，冰上快速冷卻，分裝每管20 μL，－20℃保存。用SDS-PAGE 80 V恒壓電泳，半干法恒流轉(zhuǎn)膜。取出NC膜，5%脫脂奶粉室溫封閉1 h，室溫孵育一抗1.5 h或4℃過夜，室溫孵育二抗1 h。ECL反應(yīng)，檢測MSCs中Akt、JNK／SAPK、ERK1／2及p38MAPK蛋白的磷酸化變化情況。

1.3 統(tǒng)計學(xué)處理

采用SPSS 16.0統(tǒng)計學(xué)軟件對實(shí)驗(yàn)數(shù)據(jù)進(jìn)行統(tǒng)計處理，計量資料以均數(shù)±標(biāo)準(zhǔn)差（±s）表示。組間比較采用單因素方差分析，P＜0.05為差異有統(tǒng)計學(xué)意義。

2 結(jié)果

2.1 MSCs的形態(tài)特征

體外培養(yǎng)的間充質(zhì)干細(xì)胞，待細(xì)胞匯合度達(dá)到80%～90%，倒置顯微鏡下呈現(xiàn)兩種不同的形態(tài)：長梭形和纖維樣（圖1）。實(shí)驗(yàn)室前期檢驗(yàn)證明該種方法分離、培養(yǎng)的MSCs，表達(dá)間充質(zhì)干細(xì)胞表面標(biāo)志CD29、CD90和CD106，而造血干細(xì)胞表面標(biāo)志CD34和CD45并不表達(dá)。

圖1 MSCs的形態(tài)

2.2 不同質(zhì)量濃度的SDF-1α對MSCs遷移的影響

如圖2A和圖2B所示，不同質(zhì)量濃度的SDF-1α對MSCs遷移的影響不同。低質(zhì)量濃度的SDF-1α促進(jìn)MSCs定向遷移，而高質(zhì)量濃度的SDF-1α抑制了細(xì)胞遷移，25 ng／mL的SDF-1α誘導(dǎo)了最大的遷移數(shù)量。我們在上下室均加入（機(jī)動組）或不加入（對照組）25 ng／mL SDF-1α，發(fā)現(xiàn)兩組細(xì)胞遷移數(shù)目無明顯差異，均明顯低于僅下室加25 ng／mL SDF-1α的趨化組，這表明SDF-1α誘導(dǎo)的MSCs遷移是通過化學(xué)趨化性而非化學(xué)機(jī)動性引起的（圖2C）。

圖2 不同質(zhì)量濃度的SDF-1α對MSCs遷移的影響

2.3 SDF-1α調(diào)節(jié)MSCs中PI3K／Akt和MAPKs信號通路

采用蛋白質(zhì)印跡法檢測經(jīng)不同濃度SDF-1α刺激的MSCs中Akt、ERK1／2、JNK／SAPK和p38MAPK磷酸化水平，結(jié)果表明，SDF-1α誘導(dǎo)的PI3K／Akt和MAPKs磷酸化呈現(xiàn)濃度依賴性效應(yīng)。見圖3。5 ng／mL SDF-1α作用MSCs后，細(xì)胞中Akt、ERK1／2及p38MAPK磷酸化水平略有升高，25 ng／mL SDF-1α明顯地促進(jìn)了細(xì)胞中這3種蛋白的磷酸化（P均＜0.05）。而不同質(zhì)量濃度SDF-1α作用導(dǎo)致MSCs中SAPK／JNK磷酸化水平下降，但差異無統(tǒng)計學(xué)意義。

圖3 不同質(zhì)量濃度的SDF-1α調(diào)節(jié)MSCs中MAPKs和PI3K／Ak t的磷酸化

選用25 ng／mL SDF-1α處理MSCs不同時間（0，5，15，30及60 min），蛋白質(zhì)印跡檢測細(xì)胞中Akt、ERK1／2、JNK／SAPK和p38MAPK磷酸化水平變化。結(jié)果表明，MSCs中磷酸化的Akt、ERK1／2、JNK／SAPK及p38MAPK均有一個基底水平的表達(dá)。SDF-1α處理MSCs后，細(xì)胞中p-Akt水平5 min開始顯著升高，一直持續(xù)到60 min；p-ERK1／2水平5 min顯著升高，15 min時達(dá)到峰值，30 min后恢復(fù)到基底狀態(tài)；p-p38MAPK水平先上升后下降，然后再次升高，整個過程中該蛋白的磷酸化水平均高于基底水平；而p-JNK／SAPK水平并沒有發(fā)生顯著性變化。見圖4。

圖4 25 ng／m L SDF-1α刺激MSCs不同時間MAPKs和PI3K／Akt的磷酸化

2.4 抑制PI3K／Akt或MAPKs信號通路影響SDF-1α促進(jìn)的MSCs遷移

抑制劑LY294002、PD98059、SP600125和SB203580預(yù)處理MSCs30 min后，應(yīng)用Boyden趨化小室實(shí)驗(yàn)檢測細(xì)胞向25 ng／mL SDF-1α遷移的變化。結(jié)果表明，抑制PI3K／Akt和MAPKs信號通路均在不同程度上減弱了MSCs向SDF-1α遷移。見圖5。

3 討論

大量研究表明MSCs可以遷移至受損、炎癥及腫瘤部位［14－16］，從而治療炎癥并且減弱肝、腎臟及心肌的損傷。目前認(rèn)為MSCs保護(hù)損傷組織的機(jī)制并非是細(xì)胞遷移至受損部位通過分化為損傷區(qū)域的細(xì)胞進(jìn)行組織修復(fù)［17－18］，而主要是通過旁分泌機(jī)制，特別是細(xì)胞因子對MSCs的趨化效應(yīng)進(jìn)行修復(fù)的［19－21］。SDF-1α蛋白作為一種分泌蛋白通過與細(xì)胞表面受體CXCR4結(jié)合，激活細(xì)胞內(nèi)多條信號通路如PI3K／Akt和MAPKs通路，導(dǎo)致細(xì)胞內(nèi)骨架相關(guān)蛋白的重排，進(jìn)而影響細(xì)胞的定向遷移［22－23］。PI3K／Akt和MAPKs信號通路參與調(diào)節(jié)細(xì)胞增殖、分化、凋亡、遷移等多種細(xì)胞行為，尤其在趨化因子誘導(dǎo)的細(xì)胞定向遷移中起著至關(guān)重要的作用［9－11］。

圖5 抑制PI3K／Akt或MAPKs信號通路對SDF-1α促進(jìn)MSCs遷移的影響

本實(shí)驗(yàn)以全骨髓法體外分離培養(yǎng)的MSCs為研究對象，觀察了SDF-1α刺激下的細(xì)胞中PI3K／Akt和MAPKs信號通路變化情況以及抑制這些信號通路對MSCs趨向SDF-1α遷移的影響。我們發(fā)現(xiàn)不同質(zhì)量濃度的SDF-1α在不同程度上影響MSCs的趨化性遷移，低濃度的SDF-1α促進(jìn)細(xì)胞遷移，而高濃度對細(xì)胞遷移起到抑制作用。研究表明，生長因子對細(xì)胞遷移的調(diào)節(jié)具有二重性作用，低濃度利于細(xì)胞遷移，而高濃度的因子不利于細(xì)胞遷移［24－25］。梁光波等［25］在研究ECV304細(xì)胞向SDF-1α遷移的過程中發(fā)現(xiàn)高濃度的因子導(dǎo)致細(xì)胞內(nèi)腱糖蛋白表達(dá)減弱，增強(qiáng)細(xì)胞黏連，進(jìn)而抑制細(xì)胞遷移。早期研究顯示［26－27］，SDF-1α通過激活細(xì)胞內(nèi)PI3K／Akt和MAPKs信號通路促進(jìn)細(xì)胞遷移，我們的結(jié)果顯示SDF-1α作用后，MSCs中Akt、ERK1／2及p38MAPKs磷酸化水平均顯著升高，而JNK／SAPK磷酸化程度無明顯變化。干擾PI3K／Akt或JNK／SAPK信號抑制了SDF-1α促進(jìn)的MSCs遷移，而阻斷ERK1／2和P38MAPK信號對細(xì)胞遷移并未產(chǎn)生顯著性影響。我們的實(shí)驗(yàn)結(jié)果表明SDF-1α通過激活細(xì)胞內(nèi)PI3K／Akt信號促進(jìn)MSCs遷移，與此同時，基底水平的JNK／SAPK信號在MSCs向SDF-1α趨化性遷移中起著不可或缺的作用。

本研究主要集中于SDF-1α對MSCs遷移的影響，以及在這個過程中PI3K／Akt和MAPKs信號對這個過程的調(diào)節(jié)。結(jié)果表明，MSCs向SDF-1α遷移能力隨著PI3K／Akt信號的強(qiáng)弱而增減；JNK／SAPK信號的減弱顯著抑制了SDF-1α誘導(dǎo)的MSCs定向遷移；SDF-1α可以促進(jìn)細(xì)胞內(nèi)ERK1／2和p38MAPK兩條信號通路，而ERK1／2和p38MAPK信號對SDF-1α促進(jìn)的細(xì)胞遷移影響并不顯著。本研究結(jié)果為進(jìn)一步研究細(xì)胞遷移提供方向，同時也為臨床應(yīng)用MSCs治療組織損傷、機(jī)體創(chuàng)傷等提供了理論依據(jù)。

［1］Black IB，Woodbury D.Adult rat and human bonemarrow stromal stem cells differentiate into neurons［J］.Blood Cells Mol Dis，2001，27（3）：632－636.

［2］Woodbury D，Schwarz EJ，Prockop DJ，et al.Adult rat and human bone marrow stromal cells differentiate into neurons［J］.JNeurosci Res，2000，61（4）：364－370.

［3］Harting MT，Jimenez F，Xue H，et al.Intravenous mesenchymal stem cell therapy for traumatic brain injury［J］.JNeurosurg，2009，110（6）：1189－1197.

［4］Forte G，MinieriM，Cossa P，et al.Hepatocyte growth factor effects on mesenchymal stem cells：proliferation，migration，and differentiation［J］.Stem Cells，2006，24（1）：23－33.

［5］Sordi V，Malosio ML，Marchesi F，et al.Bonemarrow mesenchymal stem cells express a restricted set of functionally active chemokine receptors capable of promoting migration to pancreatic islets［J］.Blood，2005，106（2）：419－427.

［6］Ghadge SK，Muhlstedt S，Ozcelik C，et al.SDF-1αas a therapeutic stem cell homing factor in myocardial infarction［J］.Pharmacol Ther，2011，129（1）：97－108.

［7］Imitola J，Raddassi K，Park KI，et al.Directed migration of neural stem cells to sites of CNS injury by the stromal cell-derived factor 1α／CXC chemokine receptor 4 pathway［J］.Proc Natl Acad Sci U S A，2004，101（52）：18117－18122.

［8］Vandervelde S，van Luyn MJ，Tio RA，et al.Signaling factors in stem cell-mediated repair of infarcted myocardium［J］.JMol Cell Cardiol，2005，39（2）：363－376.

［9］Veit C，Genze F，Menke A，et al.Activation of phosphatidylinositol 3-kinase and extracellular signal-regulated kinase is required for glial cell line-derived neurotrophic factor-induced migration and invasion of pancreatic carcinoma cells［J］.Cancer Res，2004，64（15）：5291－5300.

［10］Wang JF，Park IW，Groopman JE.Stromal cell-derived factor-1αstimulates tyrosine phosphorylation ofmultiple focal adhesion proteins and inducesmigration of hematopoietic progenitor cells：roles of phosphoinositide-3 kinase and protein kinase C［J］.Blood，2000，95（8）：2505－2513.

［11］Segarra J，Balenci L，Drenth T，etal.Combined signaling through ERK，PI3K／AKT，and RAC1／p38 is required formet-triggered cortical neuron migration［J］.J Biol Chem，2006，281（8）：4771－4778.

［12］Liu ZL，Mao JH，Peng AF，et al.Inhibition of fatty acid synthase suppresses osteosarcoma cell invasion and migration via downregulation of the PI3K／Akt signaling pathway in vitro［J］.Mol Med Rep，2013，7（2）：608－612.

［13］Bullone M，Moran K，Lavoie-Lamoureux A，etal.PI3K and MAPKs regulate neutrophilmigration toward the airways in heaves［J］.JVet Intern Med，2013，27（1）：164－170.

［14］Ji JF，He BP，Dheen ST，et al.Interactions of chemokines and chemokine receptorsmediate the migration of mesenchymal stem cells to the impaired site in the brain after hypoglossalnerve injury［J］.Stem Cells，2004，22（3）：415－427.

［15］Coffelt SB，Marini FC，Watson K，et al.The pro-inflammatory peptide LL-37 promotes ovarian tumor progression through recruitment ofmultipotentmesenchymal stromal cells［J］.Proc Natl Acad SciU SA，2009，106（10）：3806－3811.

［16］Spaeth E，Klopp A，Dembinski J，et al.Inflammation and tumor microenvironments：defining the migratory itinerary of mesenchymal stem cells［J］.Gene Ther，2008，15（10）：730－738.

［17］Alexanian AR，Maiman DJ，Kurpad SN，et al.In vitro and in vivo characterization of neurally modified mesenchymal stem cells induced by epigenetic modifiers and neural stem cell environment［J］.Stem Cells Dev，2008，17（6）：1123－1130.

［18］Croitoru-Lamoury J，Williams KR，Lamoury FM，et al.Neural transplantation of human MSC and NT2 cells in the twitcher mouse model［J］.Cytotherapy，2006，8（5）：445－458.

［19］di Bonzo LV，F(xiàn)errero I，Cravanzola C，et al.Human mesenchymal stem cells as a two-edged sword in hepatic regenerative medicine：engraftment and hepatocyte differentiation versus profibrogenic potential［J］.Gut，2008，57（2）：223－231.

［20］Psaltis PJ，Zannettino AC，Worthley SG，etal.Concise review：mesenchymal stromal cells：potential for cardiovascular repair［J］.Stem Cells，2008，26（9）：2201－2210.

［21］van Poll D，Parekkadan B，Cho CH，et al.Mesenchymal stem cell-derived molecules directlymodulate hepatocellular death and regeneration in vitro and in vivo［J］.Hepatology，2008，47（5）：1634－1643.

［22］Zheng H，Dai T，Zhou B，et al.SDF-1α／CXCR4 decreases endothelial progenitor cells apoptosis under serum deprivation by PI3K／Akt／eNOSpathway［J］.Atherosclerosis，2008，201（1）：36－42.

［23］Liu N，Tian J，Cheng J，et al.Migration of CXCR4 gene-modified bone marrow-derived mesenchymal stem cells to the acute injured kidney［J］.JCell Biochem，2013，114（12）：2677－2689.

［24］Chen Y，Wei Y，Liu J，et al.Chemotactic responses of neural stem cells to SDF-1αcorrelate closely with their differentiation status［J］.JMol Neurosci，2014.［Epub ahead of print］

［25］梁光波，張國平，金惠銘.堿性成纖維細(xì)胞成長因子對ECV304細(xì)胞遷移的影響［J］.中國病理生理雜志，2005，21（1）：16－20.

［26］Yin Q，Jin P，Liu X，et al.SDF-1αinhibits hypoxia and serum deprivation-induced apoptosis in mesenchymal stem cells through PI3K／Akt and ERK1／2 signaling pathways［J］.Mol Biol Rep，2011，38（1）：9－16.

［27］Pan F，Ma S，Cao W，et al.SDF-1αupregulation of MMP-2 ismediated by p38 MAPK signaling in pancreatic cancer cell lines［J］.Mol Biol Rep，2013，40（7）：4139－4146.

Effect of SDF-1αon them igration ofmesenchymal stem cells

XIE Gui-qin，XU Xiao-jing，ZHANG Huan-xiang
（Department of Cell Biology，Basic Medical and Biological College of Soochow University，Suzhou Jiangsu 215123，China）

Objective：To investigate the effect of stromal cell-derived factor-1α（SDF-1α）on themigration ofmesenchymal stem cells（MSCs）and themechanism involved in cellmigration.M ethods：MSCs were isolated from rat bonemarrow in vitro.Boyden chamber was used to study the behavior of cellmigration toward SDF-1αat different concentrations（0，5，25，50，and 100 ng／mL）.Then，we detected the phosphorylation of PI3K／Akt and MAPKs by addition of SDF-1αby Western blot.Finally，pretreatment with specific chemical inhibitors to block PI3K／Akt or MAPKs signaling，we analyzed the influence of these signaling on SDF-1α-induced cellmigration by Boyden chamber.Results：SDF-1αat different concentrations influenced MSCsmigration by the regulation of PI3K／Akt and MAPKs signaling，and low concentrations of SDF-1αwere positive related to cellmigration，while high concentrations played converse effect.Interference with basal PI3K／Akt or MAPKs signaling decreased SDF-1α-induced MSCsmigration to a variable extent.Conclusion：SDF-1α-induced MSCs migration was positively regulated to the changing of PI3K／Akt signaling.Meanwhile，blocking JNK／SAPK signaling significantly decreased SDF-1α-induced directed migration of MSCs.Treatment with SDF-1αcould promote ERK1／2 and p38MAPK signaling pathways in MSCs，yet interference with the two signaling had no significant inhibition of cellmigration.

mesenchymal stem cells；SDF-1α；cellmigration；PI3K／Akt and MAPKs signaling

R393

A

1671－7783（2014）04－0277－06

10.13312／j.issn.1671-7783.y140164

國家自然科學(xué)基金資助項(xiàng)目（31371407，31071220）；蘇州市科技計劃項(xiàng)目（SYS201203）

謝桂琴（1989—），女，碩士研究生；張煥相（通訊作者），教授，博士生導(dǎo)師，E-mail：hzhang＠suda.edu.cn

2014－06－03 ［編輯］何承志