陳 盛,何念?!?,羅則佳
(1.第三軍醫(yī)大學(xué)西南醫(yī)院兒科,重慶 400038;2.成都軍區(qū)總醫(yī)院醫(yī)務(wù)部,成都 610083)
內(nèi)毒素(endotoxin,ET)是革蘭陰性細菌細胞壁中的一種成分,又稱脂多糖(lipopolysaccharide,LPS)。LPS血癥是嚴重創(chuàng)傷、感染、肝病以及眾多危重疾病的常見并發(fā)癥,它不僅可導(dǎo)致全身炎性反應(yīng)綜合征(SIRS),嚴重者可導(dǎo)致多器官功能障礙綜合征(MODS)。肝臟是清除LPS的主要器官,也是LPS血癥時受損最早、最明顯的器官之一,兩者之間存在互為因果、相互影響的關(guān)系,一旦發(fā)生容易形成惡性循環(huán)[1]。本文建立了LPS誘導(dǎo)D-半乳糖胺(D-GalN)致敏大鼠急性肝損傷動物模型,動態(tài)觀察了肝損傷后大鼠肝臟病理、谷丙轉(zhuǎn)氨酶(ALT)、谷草轉(zhuǎn)氨酶(AST)、總膽紅素(TBIL)、炎癥因子腫瘤壞死因子-α(TNF-α)和白細胞介素-1β(IL-1β)的變化,以探討其在LPS急性肝損傷發(fā)生、發(fā)展中的規(guī)律及臨床意義,為尋求新的預(yù)防及治療方法提供理論基礎(chǔ)。
1.1 材料
1.1.1 實驗動物 健康Wistar大鼠由第三軍醫(yī)大學(xué)大坪醫(yī)院實驗動物中心提供,雌雄不限,10~12周齡,體質(zhì)量180~220g在清潔級環(huán)境中適應(yīng)1周后進入實驗,實驗前12h禁食,不禁水,實驗后即正常進食、進水。
1.1.2 主要試劑及材料 D-GalN購自重慶醫(yī)科大學(xué)生化室,LPS購自美國Sigma公司,Dab顯色試劑盒購自北京中山生物科技有限公司,原位末端標記法(TUNEL)凋亡檢測試劑盒購自美國Roche公司,大鼠TNF-α酶聯(lián)免疫吸附測定(ELISA)試劑盒購自武漢博士德公司,大鼠IL-1βELISA試劑盒購自北京北方偉業(yè)發(fā)展有限公司,光學(xué)顯微鏡(LEICA BF200型)德國萊卡公司產(chǎn)品,全自動生化分析儀(H-7110)日本日立公司產(chǎn)品。
1.2 方法
1.2.1 LPS誘導(dǎo)D-GalN致敏大鼠急性肝損傷動物模型的建立[2]。48只大鼠隨機分為模型組和對照組,每組各24只。所有模型組大鼠均以LPS(50μg/kg)+D-GalN(300mg/kg)用1 mL無菌生理鹽水溶解后腹腔內(nèi)注射,對照組大鼠僅腹腔內(nèi)注射1mL生理鹽水。
1.2.2 標本收集 每組分別在注射后6、24、48h3個時間點隨機抽取8只大鼠,麻醉處死大鼠后取肝組織備送光鏡及TUNEL分析、采血查 ALT、AST、TBIL、TNF-α、IL-1β等。
1.2.3 光鏡觀察肝組織的病理變化 取右葉同一部位肝組織,置10%甲醛磷酸鹽緩沖液固定后,石蠟包埋,HE染色,光鏡下觀察病理變化。
1.2.4 血清ALT、AST、TBIL水平檢測 腹腔注射后6、24、48h時取對照組、模型組血液,4℃全能型高速冷凍離心機(3 000r/min)離心5min取上層血清。全自動生化析儀檢測ALT、AST、TBIL水平。
1.2.5 肝細胞的凋亡檢測 采用TUNEL檢測,肝組織經(jīng)多聚甲醛固定后,進行石蠟包埋、切片,切片常規(guī)脫蠟、水化后按照TUNEL試劑盒操作說明書步驟進行。最后常規(guī)行DSB染色。光鏡下觀察,凋亡細胞核呈棕褐色為陽性。計算凋亡指數(shù)(apoptosis index,AI)用以判斷肝臟損傷程度。不同的時間點每組取2張切片,每片隨機選5個高倍鏡視野,每個視野計數(shù)100個肝細胞核,計算凋亡細胞百分比的均數(shù),即為凋亡指數(shù)。
1.2.6 血清TNF-α、IL-1β水平檢測 采用ELISA法,操作過程嚴格按照試劑盒說明書進行操作。
1.3 統(tǒng)計學(xué)處理 用SPSS13.0統(tǒng)計軟件對實驗數(shù)據(jù)進行統(tǒng)計學(xué)分析。計量資料以表示,多組間的均數(shù)比較采用一元方差分析(One-Way ANOVA),均數(shù)之間的多重比較采用Scheffe方法(方差齊)或者Tamhane方法(方差不齊)進行,以P<0.05為差異有統(tǒng)計學(xué)意義。
2.1 大鼠肝臟的病理學(xué)觀察
2.1.1 肉眼觀察肝臟大體形態(tài)學(xué)改變 對照組肝臟形態(tài)正常,被膜光滑,色澤紅潤,質(zhì)地柔軟。模型組6h無明顯肉眼可見變化,24、48h肝臟光澤差,略顯蒼白,質(zhì)地柔韌,未見明顯出血點。
2.1.2 肝臟組織形態(tài)學(xué)光鏡觀察 對照組肝臟的肝小葉組織結(jié)構(gòu)完整,未見腫脹、變性、壞死(圖1A)。模型組6h可見肝細胞輕度變性、濁腫,未見壞死(圖1B);24h時可見肝細胞廣泛濁腫,點灶狀壞死,炎癥細胞浸潤,中央靜脈擴張充血(圖1C);48h時見肝細胞廣泛濁腫,大量點灶狀壞死,大量炎癥細胞浸潤,中央靜脈明顯擴張充血(圖1D)。
2.2 大鼠血清ALT、AST、TBIL檢測結(jié)果 模型組ALT在24、48h較對照組明顯升高,與對照組比較差異有統(tǒng)計學(xué)意義(F=63.63,P<0.01);模型組 AST在6、24、48h較對照組明顯升高,與對照組比較差異有統(tǒng)計學(xué)意義(F=76.15,P<0.01),24h達頂峰,48h開始下降,但仍高于對照組;模型組TBIL水平在24h明顯升高,48h仍維持高水平,均與對照組比較差異有統(tǒng)計學(xué)意義(F=28.53,P<0.01),見表1。
表1 各組血清ALT、AST、TBIL檢測結(jié)果(,n=8)
表1 各組血清ALT、AST、TBIL檢測結(jié)果(,n=8)
組別 ALT(IU/L) AST(IU/L) TBIL(mmol/L)對照組59.88±8.71 57.64±13.71 14.00±1.23模型組6h 504.50±143.61 626.875±143.53 25.36±12.09模型組24h3 204.88±791.40 3 662.50±725.66 65.10±23.15模型組48h2 382.88±695.54 1 936.63±727.83 58.49±3.43
圖1 各組小鼠肝臟病理組織圖 (HE×400)
2.3 肝組織細胞凋亡的TUNEL分析 如圖2A所示,對照組肝組織未見凋亡細胞。模型組6h可見少許凋亡細胞(圖2B),AI為6.40±1.43;24h及48h時凋亡細胞較6h增多(圖2C、D),AI分別為為29.30±4.19、33.00±6.99,與6h比較差異有統(tǒng)計學(xué)意義(F=9.92,P<0.01)。
2.4 大鼠血清TNF-α、IL-1β水平檢測結(jié)果 模型組TNF-α與IL-1β在6h即達峰值,與各組比較差異有統(tǒng)計學(xué)意義(F分別為317.57、38.64,P<0.01),24h開始下降,48h明顯降低,與6h比較差異有統(tǒng)計學(xué)意義(F為102.65、19.15,P<0.01),但仍高于對照組,差異有統(tǒng)計學(xué)意義(P<0.01)。
圖2 各組大鼠肝細胞凋亡檢測結(jié)果(TUNEL×400)
表2 各組血清IL-1β、TNF-α水平檢測結(jié)果(,n=8)
表2 各組血清IL-1β、TNF-α水平檢測結(jié)果(,n=8)
Δ:P<0.01,與對照組比較;*:P<0.01,與模型組6h比較。
組別 TNF-α(pg/mL) IL-1β(pg/mL)對照組22.35±1.24 47.13±6.51模型組6h 1 275.42±105.24Δ 100.75±14.31Δ模型組24h 1 128.56±87.34Δ* 84.25±11.74Δ*模型組48h 563.47±119.72Δ* 64.75±8.03Δ*
肝臟是機體重要的解毒器官,肝功能受損是燒傷、膿毒血癥、感染性休克等多種危重疾病后續(xù)出現(xiàn)多器官損傷和多器官功能衰竭的重要環(huán)節(jié),而LPS血癥是引起肝功能損害的重要物質(zhì)基礎(chǔ)之一[3],因此,研究LPS所致肝損傷后的變化特點及作用機制具有重要意義。
由于LPS與存在于血漿中的LPS結(jié)合蛋白(LBP)結(jié)合后形成可溶性的LBP-LPS復(fù)合體,與肝細胞表面的CD14受體相結(jié)合,直接作用于肝細胞,通過一系列信號轉(zhuǎn)導(dǎo)過程激發(fā)細胞反應(yīng),產(chǎn)生多種生理效應(yīng)和病理損害,形成對肝臟的第一次打擊[4],導(dǎo)致肝細胞的破壞;D-GaLN作為肝細胞磷酸尿嘧啶核苷的消耗劑,具有高度特異性,對肝臟對LPS的敏感性有明顯的放大效應(yīng),兩者綜合作用肝臟后的病理表現(xiàn)為肝細胞彌漫性變性、壞死、炎癥細胞的浸潤等[5]。本研究通過利用LPS+D-GalN誘導(dǎo)急性肝損傷,發(fā)現(xiàn)肝臟在6h即出現(xiàn)變性,24、48h出現(xiàn)壞死,中心靜脈擴張充血,大量炎癥細胞浸潤,而作為反應(yīng)肝臟功能的重要指標模型組ALT、AST和TBIL在6h均有升高,24h明顯升高,差異有統(tǒng)計學(xué)意義(P<0.01),并達到頂峰,ALT、AST均在48h開始下降,但仍高于對照組,而TBIL在48h仍維持高水平。這與肝細胞病變出現(xiàn)的時間相吻合,這也提示了肝臟是重癥感染的受累器官之一,LPS肝損傷出現(xiàn)早、進展快,在短期內(nèi)造成肝組織嚴重的病理損傷,因此,早期進行保肝治療顯得尤其重要。
細胞凋亡(apoptosis)是生物體內(nèi)廣泛存在的由特定基因控制、以細胞DNA降解為特征、無明顯細胞溶解的細胞自殺過程,是機體維持自身穩(wěn)定的一種機制。它不僅存在于生長、發(fā)育等一般的的生命過程,而且還廣泛參與了許多疾病的病理機制[6]。本實驗中發(fā)現(xiàn)肝細胞在LPS作用6h后就出現(xiàn)了凋亡,后隨著時間的推移,凋亡細胞逐漸增加,成為該急性肝損傷重要的形態(tài)學(xué)改變之一。LPS誘導(dǎo)肝細胞凋亡受復(fù)制的機制調(diào)控。研究表明,TNF-α在LPS肝損傷發(fā)生細胞凋亡中扮演了關(guān)鍵角色。Morikawa等[7]用LPS+D-GalN誘導(dǎo)的急性肝衰竭,結(jié)果也發(fā)現(xiàn)了肝細胞的大量凋亡,他們的研究發(fā)現(xiàn)使用抗TNF-α的抗體可以阻止這種凋亡的發(fā)生;且重組TNF-α的應(yīng)用也可引起D-GalN致敏小鼠發(fā)生肝細胞的凋亡,由此推斷TNF-α在肝細胞凋亡中扮演了重要的角色。Liu等[2]認為LPS誘導(dǎo)肝細胞凋亡在早期階段與誘導(dǎo)型一氧化氮合成的酶(iNOS)基因的高表達密切相關(guān),而在中后期則受到了p53基因的調(diào)控;Kuhla等[8]也證實細胞毒性T淋巴細胞(NK)釋放的穿孔素(perforin),顆粒酶(granzyme)也介導(dǎo)了LPS誘導(dǎo)的肝細胞凋亡,在LPS+D-GalN誘導(dǎo)6h可見兩者的大量釋放,引起細胞的凋亡明顯增加。除此之外,肝臟的孕烷X受體(PXR)也參與了LPS誘導(dǎo)的肝細胞凋亡,在PXR缺失鼠促分裂素原活化蛋白(MAP)激酶活性下降,并且延長了JAK2/STAT3介導(dǎo)的信號通路的活性,引起肝細胞凋亡增加[9]。
LPS除可直接引起肝細胞受損外,還可引起肝臟Kupffer細胞(kupffer cell,KC)高度活化,使其產(chǎn)生、釋放大量的活性介質(zhì)(如TNF-α、IL-1、IL-6等),形成瀑布效應(yīng),對機體形成第二次打擊,進一步加重肝臟損傷[10],此外,LPS還能誘導(dǎo)還能激活NALP3及NALP1炎癥小體(inflammasome),并進一步激活含半胱氨酸的天冬氨酸蛋白水解酶(caspase)-1,活化的caspase-1能將前IL-1β和proIL-18分別剪切為IL-1β和IL-18,增加了IL-1β的生成[11]。TNF-α被認為是引起這一病理過程的始動因子,對肝細胞損傷起著主導(dǎo)性的作用,它對肝臟既可以直接產(chǎn)生損傷作用,還可以通過氧化應(yīng)激途徑致?。?2];IL-1β則是重要的協(xié)同因子[13],抑制兩者的產(chǎn)生能明顯減少LPS誘導(dǎo)的肝損傷[14-15]。本實驗進一步研究了LPS肝損傷后炎癥介質(zhì)TNF-α、IL-1β變化特點,研究發(fā)現(xiàn)在LPS作用DGalN致敏肝臟6h后,TNF-α和IL-1β在6h即達到峰值,24h仍維持在較高水平,48h雖有下降,但仍高于正常,這既符合血清ALT、AST、TBIL水平及肝細胞凋亡檢測結(jié)果,也說明TNF-α、IL-1β在LPS肝損傷發(fā)生、發(fā)展中扮演了重要角色,他們的持續(xù)存在是引起了肝臟病理繼續(xù)惡化的重要物質(zhì)基礎(chǔ)。由此可見,早期抑制包括TNF-α、IL-1β在內(nèi)的炎癥介質(zhì)的生成、釋放對指導(dǎo)臨床治療LPS急性肝受損具有重要的意義。
[1]韓德五.腸源性內(nèi)毒素血癥所致“繼發(fā)性肝損傷”的臨床依據(jù)[J].世界華人消化雜志,1999,7(12):1055-1058.
[2]Liu LM,Zhang JX,Luo J,et al.A role of cell apoptosis in lipopolysaccharide(LPS)-induced nonlethal liver injury in D-galactosamine(D-GalN)-sensitized rats[J].Dig Dis Sci,2008,53(5):1316-1324.
[3]Wang YY,Dahle MK,Steffensen KR,et al.Liver X receptor agonist GW3965dose-dependentlyregulates LPS-mediated liver injury and modulates posttranscriptional TNF-alpha production and p38mitogen-activated protein kinase activation in liver macrophages[J].Shock,2009,32(5):548-553.
[4]Xie GQ,Jiang JX,Chen YH,et al.Induction of acute hepatic injury by endotoxin in mice[J].Hepatobiliary Pancreat Dis Int,2002,1(4):558-564.
[5]Mignon A,Rouquet N,F(xiàn)abre Z,et al.LPS challenge in D-galactosamine-sensitized mice accounts for caspase-dependent fulminant hepatitis,not for septic shock[J].Am J Respir Crit Care Med,1999,159(10):1308-1315.
[6]Wu C,Zhang Y,Sun Z,et al.Molecular evolution of Cide family proteins:novel domain formation in early vertebrates and the subsequent divergence[J].BMC Evol Biol,2008,5(8):159-160.
[7]Morikawa A,Sugiyama T,Kato Y,et al.Apoptotic cell death in the response of D-galactosamine-sensitized mice to lipopolysaccharide as an experimental endotoxic shock model[J].Infect Immun,1996,64(3):734-738.
[8]Kuhla A,Eipel C,Abshagen K,et al.Role of the perforin/granzyme cell death pathway in D-Gal/LPS-induced in-flammatory liver injury[J].Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol,2009,296(5):1069-1076.
[9]Wang K,Damjanov I,Wan YJ,et al.The inhibition of apoptosis by glycyrrhizin in hepatic injury induced by injection of lipopolysaccharide/D-galactosamine in mice[J].Lab Invest,2010,90(2):257-265.
[10]Xu FL,You HB,Li XH,et al.Glycine attenuates endotoxin-induced liver injury by downregulating TLR4signaling in Kupffer cells[J].Am J Surg,2008,196(1):139-148.
[11]Michal G,Timea C,Bharath N,et al.Lipopolysaccharide induces and activates the Nalp3inflammasome in the liver[J].World J Gastroenterol,2011,17(43):4772-4778.
[12]Wei Z,Robert A,Roth HS,et al.Oxidative stress is important in the pathogenesis of liver injury induced by sulindac and lipopolysaccharide cotreatment[J].Toxicology,2010,272(1/3):32-38.
[13]Ji Q,Zhang L,Jia H,et al.Pentoxifylline inhibits endotoxin-in-duced NF-kappa B activation and associated production of proinflammatory cytokines[J].Ann Clin Lab Sci,2004,34(4):427-436.
[14]Pathil A,Warth A,Chamulitrat W,et al.The synthetic bile acid-phospholipid conjugate ursodeoxycholyl lysophosphatidylethanolamide suppresses TNFα-induced liver injury[J].J Hepatol,2011,54(4):674-684.
[15]Cao W,Zhang W,Liu J,et al.Paeoniflorin improves survival in LPS-challenged mice through the suppression of TNF-αand IL-1βrelease and augmentation of IL-10production[J].Int Immunopharmacol,2011,11(2):172-178.