王曉偉 張子平 王藝?yán)?賈錫偉 林鵬

蝦蟹類是重要的水產(chǎn)養(yǎng)殖和捕撈對(duì)象，具有很高的經(jīng)濟(jì)價(jià)值。蝦蟹生殖生物學(xué)研究對(duì)其養(yǎng)殖產(chǎn)業(yè)的發(fā)展非常重要，通過調(diào)控蝦蟹內(nèi)分泌系統(tǒng)提高生殖發(fā)育速度、縮短成熟時(shí)間，將可促進(jìn)蝦蟹養(yǎng)殖產(chǎn)量的提高。去除眼柄（eyestalk ablation，ESA）是刺激蝦蟹類性腺成熟和排卵的常用方法，普遍認(rèn)為這是因?yàn)槿コ搜郾械男韵僖种萍に兀╣onad inhibitinghormones，GIH），但ESA會(huì)導(dǎo)致卵子質(zhì)量下降，孵化率降低等。在過去的30年，一些嘗試通過調(diào)控內(nèi)分泌系統(tǒng)而非ESA的方式來誘導(dǎo)生殖。如使用GIH抗體、神經(jīng)遞質(zhì)進(jìn)行調(diào)控；通過雙鏈RNA干擾（dsRNAi）降低GIH轉(zhuǎn)錄；通過溫度、鹽度、光周期等環(huán)境因子改變激素水平等［1］進(jìn)而調(diào)控生殖細(xì)胞的形成和卵黃蛋白的合成等。

1 CHH家族在生殖中的作用

CHH家族是竇腺（sinus gland，SG）中最豐富的一類肽激素［2］。該家族包括甲殼動(dòng)物高血糖激素（crustaceanhyperglycemichormone，CHH）、蛻皮抑制 激 素（molt-inhibitinghormone，MIH）、 性 腺 抑制激素（vitellogenesis/gonad-inhibitinghormone，VIH/GIH）、大顎器官（mandibular organ，MO）抑制激素（MOIH）。這些CHH家族神經(jīng)肽根據(jù)成熟肽及其前體的初級(jí)結(jié)構(gòu)可分為Ⅰ型和Ⅱ型兩種，Ⅰ型神經(jīng)肽前體由信號(hào)肽序列、CHH前體相關(guān)序列、堿性氨基酸加工位點(diǎn)和成熟肽部分組成，成熟肽一般由72-73個(gè)氨基酸殘基組成；Ⅱ型神經(jīng)肽只有信號(hào)肽和成熟肽序列兩部分組成，其成熟肽部分由74-83個(gè)氨基酸殘基組成［3］。這些激素成熟肽的分子量約為7-9kD，氨基酸序列相似，均有6個(gè)保守的半胱氨酸殘基，形成3個(gè)二硫鍵［4］。兩種類型神經(jīng)肽的最大區(qū)別在于Ⅱ型神經(jīng)肽的成熟肽部分第12個(gè)氨基酸為甘氨酸［3］。研究表明，VIH/GIH抑制性腺的發(fā)育在調(diào)控蝦蟹類甲殼動(dòng)物性腺發(fā)育過程中起關(guān)鍵作用；CHH、MIH和MOIH在性腺發(fā)育中的作用也越來越受到重視。

1.1 VIH

VIH抑制蝦蟹類卵巢發(fā)育。在鋸齒長臂蝦（Palaemon serratus）中去除眼柄會(huì)引起卵黃物質(zhì)提前積累和卵巢體積快速增加。Pervaiz 等［5］，Alikunhi［6］和Arnstein［7］分別在對(duì)沼蝦屬M(fèi)acrobrachium dayanum、斑節(jié)對(duì)蝦（Penaeusmonodon）和中國對(duì)蝦（Penaeus orientalis）的去除眼柄的研究中也得到類似結(jié)果，這顯然是由于去除眼柄后解除了GIH/VIH對(duì)性腺發(fā)育的抑制。一些研究進(jìn)一步報(bào)道在蝦蟹中GIH的靶器官是卵巢和肝胰腺［8］。與成熟斑節(jié)對(duì)蝦VIH序列相關(guān)的dsRNA能夠使體外培養(yǎng)的斑節(jié)對(duì)蝦眼柄神經(jīng)節(jié)、腹神經(jīng)索和斑節(jié)對(duì)蝦親體的VIH轉(zhuǎn)錄水平降低；敲除斑節(jié)對(duì)蝦的VIH其卵巢的卵黃蛋白原（vitellogenin，Vtg）轉(zhuǎn)錄水平顯著上升，說明了VIH對(duì)Vtg基因表達(dá)有抑制作用［8］。最新的研究表明，MEK1/2抑制劑U0126可以誘導(dǎo)斑節(jié)對(duì)蝦卵巢成熟，且推測(cè)ERK1/2抑制眼柄XO-SG中VIH的表達(dá)［9］。Rotllant等［10］用免疫組織化學(xué)和原位雜交的方法對(duì)歐洲龍蝦（Homarus gammarus）幼體和成體中VIH的比較研究發(fā)現(xiàn)，幼體中VIH的濃度遠(yuǎn)高于成體，這說明幼體期VIH高表達(dá)抑制卵巢的發(fā)育有利于機(jī)體的生長，成體VIH低表達(dá)有利于卵巢的發(fā)育，在發(fā)育期之前VIH可能對(duì)性腺發(fā)育有抑制作用。De Kleijn等［11］研究了美洲龍蝦（Homarus americanus）VIH在生殖周期過程中的表達(dá)、儲(chǔ)藏和釋放機(jī)制發(fā)現(xiàn)，VIH在X器官表達(dá)，Ⅰ型VIH在竇陷中出現(xiàn)，且只在未成熟期表達(dá)。與此相反，VIH在未成熟和卵黃發(fā)生前期的血淋巴均有高水平表達(dá)。由此推測(cè)，VIH可能抑制卵巢中卵黃生成的啟動(dòng)。Wongsawang等［12］報(bào)道眼柄提取物含有性腺抑制激素和刺激性腺的多肽，如VIH和GSH（gonad stimulatehormone，GSH）。當(dāng)VIH和蛻皮類固醇濃度低，性腺刺激因子（gonad stimulate factor，GSF）和甲基法尼酯（methyl farnesoate，MF）濃度高時(shí)，可以啟動(dòng)甲殼動(dòng)物的生殖［13，14］。這些研究結(jié)果均表明眼柄神經(jīng)肽VIH抑制性腺發(fā)育。

1.2 MIH

MIH的主要功能是抑制Y器官合成蛻皮激素，延長蛻皮周期，而在蝦蟹類中關(guān)于MIH調(diào)控生殖的報(bào)道較少［15］。目前，已經(jīng)在黃道蟹（Cancer pagurus）、中華絨螯蟹（Eriocheir sinensis）、擬穴青蟹（Scylla paramamosain）、紅鰲螯蝦（Cherax quadricarinatus）、刀額新對(duì)蝦（Metapenaeus ensis）等中獲得了MIH全長序列。已有證據(jù)表明MIH促進(jìn)性腺的發(fā)育。如Tiu等［16］對(duì)雌性刀額新對(duì)蝦注射重組MIH蛋白后發(fā)現(xiàn)，肝胰腺中卵黃蛋白原基因的表達(dá)水平上升，并且相應(yīng)的在這些雌蝦的血淋巴和卵巢中檢測(cè)到具有類似卵黃蛋白原免疫原性的蛋白；而在注射MIH-B dsRNA后，這些雌蝦胸神經(jīng)節(jié)和卵巢中MIH水平下降，同時(shí)肝胰腺和卵巢中卵黃蛋白原表達(dá)量下降。在刀額新對(duì)蝦中MIH的mRNA轉(zhuǎn)錄水平在卵黃發(fā)生前期低下，在到成熟晚期的過程中表達(dá)量不斷上升［17］。MIH與特異的受體結(jié)合后，可能以cAMP為第二信使將細(xì)胞外信號(hào)傳遞到細(xì)胞內(nèi)［18］。此外，MIH在肝胰腺上結(jié)合位點(diǎn)的數(shù)量隨卵巢發(fā)育發(fā)生變化，Ⅲ期比Ⅰ期和Ⅱ期高2倍［18］。這些結(jié)果表明MIH是甲殼動(dòng)物蛻皮和繁殖的關(guān)鍵調(diào)節(jié)因子，它可以同時(shí)參與抑制蛻皮和誘導(dǎo)卵巢成熟。

1.3 MOIH

MOIH是由XO-SG復(fù)合體分泌的神經(jīng)肽，能夠間接的抑制卵黃的發(fā)生。MOIH抑制甲殼動(dòng)物大顎器分泌MF，而MF促進(jìn)動(dòng)物卵黃發(fā)生，是一種重要的甲殼動(dòng)物的性腺刺激激素。因此，MOIH通過抑制大額器官M(fèi)F的分泌而間接抑制卵黃發(fā)生。有一些研究結(jié)果支持這一觀點(diǎn)，Borst等［19］發(fā)現(xiàn)利用反向高效液相色譜法（reversed-phasehigh performance liquid chromatography，RP-HPLC）從黃道蟹眼柄SG提取物中分離到MOIH-1和MOIH-2，且證明它們直接作用于MO，抑制MF的生物合成，降低法尼酸甲基轉(zhuǎn)移酶（farnesoic acid O-methyl transferase，F(xiàn)AO-MeT）活性；Nagaraju等［20］在淡水蟹Oziotelphusa senex senex中鑒定出兩種具有MOIH活性的多肽，具有抑制MO合成MF的活性。Borst等［19］研究黃道蟹的得出同樣的結(jié)論。他們研究多種影響信號(hào)通路的物質(zhì)發(fā)現(xiàn)，cAMP在MOIH抑制MF合成的信號(hào)傳導(dǎo)過程中起重要作用。為進(jìn)一步闡明MOIH對(duì)性腺發(fā)育的調(diào)控機(jī)制，許多學(xué)者對(duì)MF的功能也作了大量研究。MF是昆蟲類保幼激素Ⅲ前體類似物，已證實(shí)它與后者有類似功能。對(duì)普通濱蟹（Carcinusmaenas）和蜘蛛蟹（Libinia emarginata）大顎器官的組織學(xué)研究表明，其在卵巢成熟時(shí)有更高的活性。離體試驗(yàn)證明MF與普通濱蟹、蜘蛛蟹及大西洋砂招潮蟹（Uca pugilator）的卵巢發(fā)育有關(guān)?？耸显r（Procambarus clarkii）和淡水蟹O.senex senex中大顎器合成MF的速率隨性腺發(fā)育而發(fā)生顯著變化［21］。在一些甲殼動(dòng)物中注射MF可以提高血淋巴中Vtg的濃度，刺激卵巢成熟發(fā)育［14，22-24］。體外研究顯示MF刺激卵母細(xì)胞增長，提高肝胰腺與卵巢Vtg的mRNA水平。這些結(jié)果表明MOIH抑制MO合成MF，MF直接作用于肝胰腺和卵巢，從而調(diào)控性腺的發(fā)育（圖1）。

圖1 蝦蟹卵巢發(fā)育調(diào)控模式圖

1.4 CHH

在普通濱蟹和利莫斯螯蝦（Orconectes limosus）中的受體結(jié)合試驗(yàn)表明，CHH可能有不同的靶標(biāo)，并且有可能促進(jìn)生殖。在藍(lán)蟹（Callinectes sapidus）卵巢發(fā)育早期CHH能刺激卵黃發(fā)生［25］。De Kleijn等［8］研究美洲海螯蝦（Amrica langostino）CHH在生殖周期的表達(dá)發(fā)現(xiàn)，CHH-A在卵黃生成前有高表達(dá)，CHH-B隨性腺卵巢的成熟表達(dá)量不斷增加，CHH總量（CHH-A和CHH-B）在成熟的過程中有明顯升高。由此認(rèn)為CHH-A和CHH-B有參與啟動(dòng)卵黃生成作用，CHH-B負(fù)責(zé)刺激卵母細(xì)胞成熟。Webster［26］報(bào)道在包括三葉真蟹（Carcinusmaenus）卵母細(xì)胞膜在內(nèi)的多種組織中有CHH受體存在，說明CHH在這些組織中可能具有不同的功能。

2 GSFs在蝦蟹類生殖中的作用

目前對(duì)GSF的研究還較少，ESA的效應(yīng)與胸神經(jīng)節(jié)或腦的移植試驗(yàn)表明存在GSFs，但這些物質(zhì)是不是多肽尚不清楚，需要對(duì)GSFs的特性進(jìn)一步研究。匙指蝦科的Paratya compressa和哈氏仿對(duì)蝦（Parapenaeopsishardwickii）的腦和胸神經(jīng)節(jié)提取物在體內(nèi)和體外都可以促進(jìn)卵巢的生長，但是在P.compressa中腦的提取物比胸神經(jīng)節(jié)更有效。腦和胸神經(jīng)節(jié)提取物可以誘導(dǎo)P.compressa卵巢的成熟和次級(jí)卵母細(xì)胞的發(fā)育。在大西洋砂招潮蟹中，GSF隨著每年的生殖周期而變化。Yano等［27］報(bào)道美洲龍蝦的胸神經(jīng)節(jié)移植入無生殖能力的凡納濱對(duì)蝦（Litopenaeus vannamei）可引起卵巢的成熟。注射腦和胸神經(jīng)節(jié)提取物及在體外的孵育試驗(yàn)表明胸神經(jīng)節(jié)提取物能夠促進(jìn)卵黃生成，這些結(jié)果說明GSF的作用可能沒有物種特異性。

3 類固醇激素在蝦蟹類甲殼動(dòng)物生殖中的作用

3.1 蛻皮激素

蛻皮激素的功能除參與蛻皮外，在調(diào)節(jié)蝦蟹類卵黃生成、卵巢成熟和蛋白合成中也起著重要作用［12，28，29］。已發(fā)現(xiàn)蛻皮激素在長縫擬對(duì)蝦（Parapenaeus fissures）、美洲龍蝦、鋸齒長臂蝦、歐洲龍蝦、羅氏沼蝦（Macrobrachium rosenbergii）、蜘蛛蟹和斑節(jié)對(duì)蝦卵巢及卵子中存在。Lachaise等［30］發(fā)現(xiàn)，在普通濱蟹卵巢發(fā)育過程中卵巢蛻皮激素水平升高。在Acanthonyx lunulatus，日本沼蝦（Macrobrachium nipponense）［31］和羅氏沼蝦中觀察到卵黃發(fā)生與血淋巴蛻皮激素濃度的正相關(guān)關(guān)系。20-羥基蛻皮激素（20-hydroxyecdysone）在體外明顯刺激斑節(jié)對(duì)蝦Vg1基因在卵巢和肝胰腺的表達(dá)［32］。然而，Young等發(fā)現(xiàn)在斑節(jié)對(duì)蝦的卵黃發(fā)生過程中血淋巴蛻皮激素水平降低。鋸緣青蟹（Scylla serrata）卵巢和血淋巴中的固醇類激素水平在卵黃發(fā)生初期上升［33］。為進(jìn)一步了解蝦蟹類的生殖調(diào)節(jié)機(jī)制，蛻皮激素在生殖方面的作用還需要進(jìn)一步的研究。

3.2 脊椎動(dòng)物型類固醇激素

甲殼動(dòng)物性腺存在與脊椎動(dòng)物相同的性類固醇激素，而且甲殼動(dòng)物酶系統(tǒng)也具有合成脊椎動(dòng)物型類固醇的能力［29，34，35］。Fairs 等［36］研究了斑節(jié)對(duì)蝦卵黃發(fā)生過程中的類固醇濃度的變化發(fā)現(xiàn)，在卵黃生成階段雌激素濃度高，這說明雌激素可能具有刺激卵黃發(fā)生的作用。黃體酮和雌二醇是脊椎動(dòng)物型類固醇，在斑節(jié)對(duì)蝦和短趾和尚蟹（Mictyris brevidactylus）中血淋巴Vtg水平與黃體酮成正相關(guān)關(guān)系。在哈氏仿對(duì)蝦中注射黃體酮可以誘導(dǎo)卵巢的發(fā)育。與此相反，在日本囊對(duì)蝦（Marsupenaeus japonicus）卵巢成熟與血淋巴類固醇激素水平之間存在負(fù)相關(guān)關(guān)系［31］。在鋸緣青蟹卵黃發(fā)生的不同時(shí)期，卵巢和血淋巴中的黃體酮發(fā)生波動(dòng)［33］。黃體酮和雌二醇明顯刺激刀額新對(duì)蝦的肝胰腺和卵巢組織中Vg1基因的表達(dá)［32］。向日本囊對(duì)蝦注射17α-羥孕酮可促進(jìn)卵巢的生長和卵黃生成作用。17β-雌二醇可以刺激Cherax albidus的卵黃生成［37］。注射 17α-羥孕酮可誘導(dǎo)O.senex senex［38］卵巢成熟。在脊椎動(dòng)物中，類固醇激素要發(fā)揮生理作用必須與核受體相結(jié)合。

4 神經(jīng)遞質(zhì)在生殖中的作用

神經(jīng)遞質(zhì)在蝦蟹類生殖中的作用越來越受到重視，一些蝦蟹類神經(jīng)遞質(zhì)功能的研究已取得進(jìn)展。Beltz［39］發(fā)現(xiàn)生物氨類物質(zhì)5-羥色胺（5-hydroxytryptamine，5-HT）和章魚氨（octopamine，OA）在控制美洲海螯蝦的交配行為中起關(guān)鍵作用（圖1）。Kulkarni的研究表明5-HT刺激克氏原螯蝦的卵母細(xì)胞成熟。Tinikul等［40］應(yīng)用高效液相色譜結(jié)合電化學(xué)檢測(cè)技術(shù)對(duì)羅氏沼蝦卵巢發(fā)育各時(shí)期中樞神經(jīng)系統(tǒng)和卵巢中5-HT和多巴胺（dopamine，DA）濃度進(jìn)行測(cè)定發(fā)現(xiàn)，腦和胸神經(jīng)節(jié)中5-HT隨卵巢發(fā)育逐漸升高，且在第Ⅳ期達(dá)到最大，而腦和胸神經(jīng)節(jié)中DA的濃度在卵巢發(fā)育第Ⅱ期達(dá)到最高，隨后降低；且注射5-HT可使Ⅳ期的血淋巴中Vtg含量顯著增加，而注射DA則效果相反。還有一些研究發(fā)現(xiàn)，5-HT和DA在利莫斯螯蝦、克式原螯蝦（Procambarus clarkii）和羅氏沼蝦的中樞神經(jīng)系統(tǒng)廣泛分布且隨卵巢發(fā)育各時(shí)期發(fā)生變化［41］。生物氨在一些蝦蟹類動(dòng)物中作為神經(jīng)遞質(zhì)參與神經(jīng)激素的釋放［42］。如在招潮蟹和克式原螯蝦中注射5-HT激活了胸神經(jīng)節(jié)釋放GSF。5-HT注射克式原螯蝦促進(jìn)了14C標(biāo)記的亮氨酸進(jìn)入卵巢蛋白。進(jìn)一步研究發(fā)現(xiàn)DA在雌性克式原螯蝦中抑制5-HT促進(jìn)性腺發(fā)育的作用，而OA是否促進(jìn)美洲龍蝦卵巢生長取決于劑量大小。在凡納濱對(duì)蝦［43］中注射5-HT可以誘導(dǎo)卵巢的發(fā)育，但比單側(cè)ESA效率低。Alfaro等［44］用5-HT和DA拮抗物螺旋哌丁苯（spiperone）處理凡納濱對(duì)蝦和南美藍(lán)對(duì)蝦（Litopenaeus stylirostris），促進(jìn)了卵巢的發(fā)育和排卵。同時(shí)注射5-HT與螺旋哌丁苯和單獨(dú)注射螺旋哌丁苯都能刺激羅氏沼蝦卵巢成熟和胚胎發(fā)育，使卵巢指數(shù)和卵母細(xì)胞直徑增加［45］。也有人報(bào)道用螺旋哌丁苯處理紅螯螯蝦（Aegla platensis）可以刺激卵巢的成熟并且使產(chǎn)卵量升高［46］。Cahansky等［46］也報(bào)道，含有螺旋哌丁苯的食物可以使魔蝎蝦（Aegla platensis）的性腺指數(shù)（gonadosomatic index，GSI）升高。在卵黃發(fā)生前期注射螺旋哌丁苯引起克式原螯蝦GSI增加［47］。螺旋哌丁苯也可以引起Aegla uruguayana schmitt卵巢和肝胰腺中脂質(zhì)和膽固醇的增加［48］，他們發(fā)現(xiàn)高性腺指數(shù)伴隨著卵巢和/或肝胰腺的高脂質(zhì)含量，這說明生殖過程需要大量能量。也有研究顯示，5-HT注射羅氏沼蝦引起血淋巴中 Vg含量顯著上升［49］。Meeratana等［50］關(guān)于5-HT對(duì)羅氏沼蝦卵巢發(fā)育影響的研究表明，5-HT間接的誘導(dǎo)卵巢發(fā)育和卵母細(xì)胞成熟?？梢?，5-HT和DA在蝦蟹類性腺發(fā)育和排卵的拮抗調(diào)控過程中起著關(guān)鍵的作用（圖1）。

5 環(huán)境因子對(duì)生殖的影響

在生物進(jìn)化的過程中，甲殼動(dòng)物形成了較為完善的生殖調(diào)控系統(tǒng)，生殖相關(guān)激素水平會(huì)隨外界環(huán)境變化作出相應(yīng)改變，使甲殼動(dòng)物在最佳的環(huán)境條件下生殖。環(huán)境的變化因素如鹽度、光照、溫度在調(diào)節(jié)甲殼動(dòng)物生理（包括生殖、蛻皮、攝食、行為和形態(tài)變化等）中起重要作用［1］（圖1）。Nagaraju和Borst［24］在11℃和18℃時(shí)將普通濱蟹轉(zhuǎn)移到稀釋的海水，MF上升了近100％。已有與其結(jié)果一致的報(bào)道。隨著水的鹽度稀釋到5 ppt，青蟹血淋巴中MF水平比海水等滲溶液中的青蟹增加5-10倍［51］。高溫（32℃）、缺氧（0.25 ppm O2）和降低鹽度都可以引起普通濱蟹［52］血淋巴中MF的顯著上升。而將廣鹽性的藍(lán)蟹暴露在低鹽度（15 ppt）的海水中，血淋巴MF的水平不會(huì)上升［53］；在11℃時(shí)用低鹽度的水處理的普通濱蟹也觀察到類似的結(jié)果［24］。Akta等［54］分別研究了在桃紅對(duì)蝦（Penaeus duorarum）和短溝對(duì)蝦的溫度變化對(duì)卵巢發(fā)育和排卵的影響發(fā)現(xiàn)，水溫在20-28℃的周期（10d）波動(dòng)成功誘導(dǎo)卵巢成熟，排卵次數(shù)翻倍。合適的環(huán)境因子（如水溫、溫度和鹽度等）與神經(jīng)內(nèi)分泌的相互協(xié)調(diào)是保證蝦蟹類每年生殖和蛻皮按一定的時(shí)間順序進(jìn)行的關(guān)鍵。已有報(bào)道，在一些甲殼動(dòng)物中光周期是生殖的強(qiáng)誘導(dǎo)劑。Kulkami等［55］利用反向高效液相色譜法發(fā)現(xiàn)，光照可以引起克氏原螯蝦（Procambarus clarkia）中樞神經(jīng)系統(tǒng)中5-HT含量顯著升高；而持續(xù)黑暗使其含量降低。在實(shí)驗(yàn)室條件下，給美洲龍蝦長的光照周期可以顯著促進(jìn)卵巢成熟和Vtg的合成。

6 結(jié)語

為進(jìn)一步了解蝦蟹類性腺發(fā)育調(diào)控的機(jī)制，需要綜合利用細(xì)胞和分子甚至是個(gè)體水平的研究手段。本實(shí)驗(yàn)室構(gòu)建了多個(gè)擬穴青蟹性腺EST文庫，并對(duì)性腺和調(diào)控性腺發(fā)育的主要器官眼柄和肝胰腺進(jìn)行了轉(zhuǎn)錄組測(cè)序。發(fā)現(xiàn)了多條信號(hào)通路在性腺發(fā)育中的作用。目前正在利用定量PCR、誘導(dǎo)表達(dá)、細(xì)胞培養(yǎng)、RNAi等多種技術(shù)對(duì)已知基因功能進(jìn)行分析，努力發(fā)掘生殖調(diào)控相關(guān)的未知基因。這將為豐富蝦蟹類生殖調(diào)控的分子機(jī)制提供參考資料。生物的性腺發(fā)育是個(gè)復(fù)雜而有序的生物學(xué)過程，隨著研究技術(shù)手段不斷的提高，相信與性腺發(fā)育和卵子發(fā)生相關(guān)的基因?qū)㈥懤m(xù)被發(fā)現(xiàn)，性腺發(fā)育過程中的調(diào)控機(jī)制也將逐步被人們所認(rèn)識(shí)。

［1］ Nagaraju GPC.Reproductive regulators in decapod crustaceans：an overview［J］.J Exp Biol, 2011, 214（1）：3-16.

［2］ 陳皓文,劉洪展.無脊椎動(dòng)物高血糖肽激素和速激肽相關(guān)肽［J］.海洋科學(xué), 2005, 29（9）：83-87.

［3］ 王在照,相建海.中國對(duì)蝦3種Ⅱ型CHH家族神經(jīng)肽基因的克隆及序列分析［J］.遺傳學(xué)報(bào), 2003, 30（10）：961-966.

［4］ 郭豫杰, 周開亞, 馬長艷.中華絨螯蟹蛻皮抑制激素1（Ers-MIH1）-GST融合蛋白在大腸桿菌中的表達(dá)［J］.中國水產(chǎn)科學(xué),2004, 11（001）：9-13.

［5］ Pervaiz PA, Jhon SM, et al.Studies on the effect of unilateral eyestalk ablation inmaturation of gonads of a freshwater prawn Macrobrachium dayanum［J］.World J Zool, 2011, 6（2）：159-163.

［6］ Alikunhi K, Poernomo A, Adisukresno S, et al.Preliminary observations on induction ofmaturity and spawning in Penaeusmonodon Fabricius and Penaeusmerguiensis de Man by eye-stalk extirpation［J］.Bull Shrimp Cult Res Cent, 1975, 1（1）：1-11.

［7］ Arnstein DR, Beard T.Inducedmaturation of the prawn Penaeus orientalis Kishinouye in the laboratory bymeans of eyestalk removal［J］.Aquaculture, 1975, 5（4）：411-412.

［8］ Treerattrakool S, Panyim S, Chan SM, et al.Molecular characterization of gonad-inhibitinghormone of Penaeusmonodon and elucidation of its inhibitory role in vitellogenin expression by RNA interference［J］.FEBS J, 2008, 275（5）：970-980.

［9］ Devaraj H, Saravanakumar M, Thiyagu M.Induction of ovarianmaturation in Penaeusmonodon bymolecular signal interventional approach［J］.J Exp Zool B Mol Dev Evol, 2012, 318（7）：572-585.

［10］ Rotllant G, De Kleijn D, Charmantier-Daures M, et al.Localization of crustaceanhyperglycemichormone（CHH）and gonad-inhibitinghormone（GIH）in the eyestalk of Homarus gammarus larvae by immunocytochemistry and in situhybridization［J］.Cell Tissue Res, 1993, 271（3）：507-512.

［11］ De Kleijn D, Janssen K, Waddy S, et al.Expression of the crustaceanhyperglycaemichormones and the gonad-inhibitinghormone during the reproductive cycle of the female American lobster Homarus americanus［J］.J Endocrinol, 1998, 156（2）：291-298.

［12］ Wongsawang P, Phongdara A, Chanumpai A, et al.Detection of CHH/GIH activity in fractionated extracts from the eyestalk of banana prawn［J］.Songklanakarin J Sci Tech, 2005, 27：789-798.

［13］ Chang ES, Chang SA, Mulder EP.Hormones in the lives of crustaceans：an overview［J］.Am Zool, 2001, 41（5）：1090-1097.

［14］ Nagaraju GPC.Ismethyl farnesoate a crustaceanhormone? ［J］.Aquaculture, 2007, 272（1-4）：39-54.

［15］ Swetha C, Sainath S, Reddy P, et al.Reproductive endocrinology of female crustaceans：perspective and prospective［J］.J Marine Sci Res Development S, 2011, S3：001.

［16］ Tiu SHK, Chan SM.The use of recombinant protein and RNA interference approaches to study the reproductive functions of a gonadstimulatinghormone from the shrimp Metapenaeus ensis［J］.FEBS J, 2007, 274（17）：4385-4395.

［17］ Gu PL, Tobe S, Chow B, et al.Characterization of an additionalmolt inhibitinghormone-like neuropeptide from the shrimp Metapenaeus ensis［J］.Peptides, 2002, 23（11）：1875-1883.

［18］ Zmora N, Trant J, Zohar Y, et al.Molt-inhibitinghormone stimulates vitellogenesis at advanced ovarian developmental stages in the female blue crab, Callinectes sapidus 2：novel specific binding sites inhepatopancreas and cAMP as a secondmessenger［J］.Saline Systems, 2009, 5（1）：6.

［19］ Borst D, Wainwright G, Rees H.In vivo regulation of themandibular organ in the edible crab, Cancer pagurus［J］.Proc Biol Sci, 2002,269（1490）：483-490.

［20］ Nagaraju GPC, Prasad GLV, Reddy PS.Isolation and characterization ofmandibular organ inhibitinghormone from the eyestalks of freshwater crab, Oziotelphusa senex senex［J］.Int J Appl Sci Eng,2005, 3（1）：61-68.

［21］ Nagaraju G, Reddy PR, Reddy PS.In vitromethyl farnesoate secretion bymandibular organs isolated from differentmolt and reproductive stages of the crab Oziotelphusa senex senex［J］.Fish Sci,2006, 72（2）：410-414.

［22］ Nagaraju GPC, Suraj N, Reddy PS.Methyl farnesoate stimulates gonad development in Macrobrachiummalcolmsonii（H.Milne Edwards）（Decapoda, Palaemonidae）［J］.Crustaceana, 2003,1171-1178.

［23］ Nagaraju G, Reddy PR, Reddy PS.Mandibular organ ：it’s relation to body weight, sex,molt and reproduction in the crab, Oziotelphusa senex senex Fabricius（1791）［J］.Aquaculture, 2004, 232（1）：603-612.

［24］ Nagaraju G, Borst D.Methyl farnesoate couples environmental changes to testicular development in the crab Carcinusmaenas［J］.J Exp Biol, 2008, 211（17）：2773-2778.

［25］ Zmora N, Trant J, Zohar Y, et al.Molt-inhibitinghormone stimulates vitellogenesis at advanced ovarian developmental stages in the female blue crab, Callinectes sapidus 1：an ovarian stage dependent involvement［J］.Saline Systems, 2009, 5（1）：7.

［26］ Webster S.High-affinity binding of putativemoult-inhibitinghormone（MIH）and crustaceanhyperglycaemichormone（CHH）tomembrane-bound receptors on the Y-organ of the shore crab Carcinusmaenus［J］.Proc Roy Soc Lond B Biol Sci, 1993, 251（1330）：53-59.

［27］ Yano I, Wyban J.Induced ovarianmaturation of Penaeus vannamei by injection of lobster Homarus americanus brain extract［J］.Bull Natl Res Inst Aquaculture, 1992, 21：1-7.

［28］ Subramoniam T.Crustacean ecdysteriods in reproduction and embryogenesis［J］.Comp Biochem Physiol C Toxicol Pharmacol,2000, 125（2）：135-156.

［29］ Brown MR, Sieglaff DH, Rees HH.Gonadal ecdysteroidogenesis in Arthropoda：occurrence and regulation［J］.Annu Rev Entomol,2009, 54：105-125.

［30］ Lachaise F, Goudeau M, Hetru C, et al.Ecdysteroids and ovarian development in the shore crab, Carcinusmaenas［J］.Hoppe Seylers Z Physiol Chem, 1981, 362（1）：521-529.

［31］ Okumura T, Sakiyama K.Hemolymph levels of vertebrate-type steroidhormones in female kuruma prawn Marsupenaeus japonicus（Crustacea：Decapoda：Penaeidae）during natural reproductive cycle and induced ovarian development by eyestalk ablation［J］.Fisheries Science, 2004, 70（3）：372-380.

［32］ Tiu SHK, Hui JHL, Mak ASC, et al.Equal contribution ofhepatopancreas and ovary to the production of vitellogenin（PmVg1）transcripts in the tiger shrimp, Penaeusmonodon［J］.Aquaculture,2006, 254（1）：666-674.

［33］ Warrier SR, Tirumalai R,Subramoniam T.Occurrence of vertebrate steroids, estradiol 17β and progesterone in the reproducing females of themud crab Scylla serrata［J］.Comp Biochem Physiol A Mol Integr Physiol, 2001, 130（2）：283-294.

［34］ Gunamalai V, Kirubagaran R, Subramoniam T.Vertebrate steroids and the control of female reproduction in two decapod crustaceans,Emerita asiatica and Macrobrachium rosenbergii［J］.Current Science, 2006, 90（1）：119-123.

［35］ Lafont R, Dauphin-Villemant C, Warren J, et al.Ecdysteroid chemistry and biochemistry［M］//Gilbert LI, Iatrou K, Gill SS（eds）.Comprehensivemolecular insect science, Pergamon, Amsterdam：Elsevier, 2005：125-195.

［36］ Fairs N, Quinlan P, Goad L.Changes in ovarian unconjugated and conjugated steroid titers during vitellogenesis in Penaeusmonodon［J］.Aquaculture, 1990, 89（1）：83-99.

［37］ Coccia E, De Lisa E, Di Cristo C, et al.Effects of estradiol and progesterone on the reproduction of the freshwater crayfish Cherax albidus［J］.Biol Bull, 2010, 218（1）：36-47.

［38］ Ramachandra Reddy P, Kiranmayi P, Thanuja Kumari K, et al.17α-Hydroxyprogesterone induced ovarian growth and vitellogenesis in the freshwater rice field crab Oziotelphusa senex senex［J］.Aquaculture, 2006, 254（1）：768-775.

［39］ Beltz B.Endocrinology of selected invertebrate types［M］//Laufer H,Downer RGH（eds）Crustacean endocrinology, New York：Alan R Liss, 1988：235-258.

［40］ Tinikul Y, Joffre Mercier A, Soonklang N, et al.Changes in the levels of serotonin and dopamine in the central nervous system and ovary, and their possible roles in the ovarian development in the giant freshwater prawn, Macrobrachium rosenbergii［J］.Gen Comp Endocrinol, 2008, 158（3）：250-258.

［41］ Tinikul Y, Mercier AJ,Sobhon P.Distribution of dopamine and octopamine in the central nervous system and ovary during the ovarianmaturation cycle of the giant freshwater prawn, Macrobrachium rosenbergii［J］.Tissue Cell, 2009, 41（6）：430-442.

［42］ Sainath S, Reddy PS.Evidence for the involvement of selected biogenic amines（serotonin andmelatonin）in the regulation ofmolting of the edible crab, Oziotelphusa senex senex Fabricius［J］.Aquaculture, 2010, 302（3）：261-264.

［43］ Vaca AA, Alfaro J.Ovarianmaturation and spawning in the white shrimp, Penaeus vannamei, by serotonin injection［J］.Aquaculture, 2000, 182（3-4）：373-385.

［44］ Alfaro J, Zú?iga G, Komen J.Induction of ovarianmaturation and spawning by combined treatment of serotonin and a dopamine antagonist, spiperone in Litopenaeus stylirostris and Litopenaeus vannamei［J］.Aquaculture, 2004, 236（1）：511-522.

［45］ Tinikul Y, Soonthornsumrith B, Phoungpetchara I, et al.Effects of serotonin, dopamine, octopamine, and spiperone on ovarianmaturation and embryonic development in the giant freshwater

prawn, Macrobrachium rosenbergii（De Man, 1879）［J］.Crustaceana, 2009, 82（8）：1007-1022.

［46］ Cahansky AV, Kaiser Dutra B, da Silva Castiglioni D, et al.Induction of ovarian growth in Aegla platensis（Crustacea,Aeglidae）bymeans of neuroregulators incorporated to food［J］.Rev Biol Trop, 2008, 56（3）：1201-1207.

［47］ Rodríguez EM, Medesani DA, Greco LSL, et al.Effects of some steroids and other compounds on ovarian growth of the red swamp crayfish, Procambarus clarkii, during early vitellogenesis［J］.J Exp Zool, 2002, 292（1）：82-87.

［48］ Castiglioni DS, Cahansky AV, Rodríguez E, et al.Induction of ovarian growth in Aegla uruguayana（Anomura, Aeglidae）bymeans of neuroregulators incorporated to food［J］.Rev Biol Trop,2009, 99（3）：286-290.

［49］ Chen Y, Fan H, Hsieh S, et al.Physiological involvement of DA in ovarian development of the freshwater giant prawn, Macrobrachium rosenbergii［J］.Aquaculture, 2003, 228（1-4）：383-395.

［50］ Meeratana P, Withyachumnarnkul B, Damrongphol P, et al.Serotonin induces ovarianmaturation in giant freshwater prawn broodstock, Macrobrachium rosenbergii de Man［J］.Aquaculture,2006, 260（1）：315-325.

［51］ Lovett DL, Tanner CA, Glomski K, et al.The effect of seawater composition and osmolality onhemolymph levels ofmethyl farnesoate in the green crab Carcinusmaenas［J］.Comp Biochem Physiol A Mol Integr Physiol, 2006, 143（1）：67-77.

［52］ Lovett DL, Verzi MP, Clifford PD, et al.Hemolymph levels ofmethyl farnesoate increase in response to osmotic stress in the green crab, Carcinusmaenas［J］.Comp Biochem Physiol A Mol Integr Physiol, 2001, 128（2）：299-306.

［53］ Henry RP, Borst DW.Effects of eyestalk ablation on carbonic anhydrase activity in the euryhaline blue crab Callinectes sapidus：neuroendocrine control of enzyme expression［J］.J Exp Zool A Comp Exp Biol, 2006, 305（1）：23-31.

［54］ Aktas M, Kumlu M, Eroldogan O.Off-seasonmaturation and spawning of Penaeus semisulcatus by eyestalk ablation and/or temperature-photoperiod regimes［J］.Aquaculture, 2003, 228（1-4）：361-370.

［55］ Kulkarni GK, Fingerman M.Quantitative analysis by reverse phasehigh performance liquid chromatography of 5-hydroxytryptamine in the central nervous system of the red swamp crayfish, Procambarus clarkii［J］.Biol Bull, 1992, 182（3）：341-347.