靳國杰,楊曉兵,沈宏偉,王雅南,龔志偉,趙宗保
1 中國科學(xué)院大連化學(xué)物理研究所生物技術(shù)部,遼寧大連 116023
2 大連潔凈能源國家實(shí)驗(yàn)室(籌)生物能源研究部,遼寧大連 116023
3 中國科學(xué)院大學(xué),北京 100049
為應(yīng)對化石能源枯竭和環(huán)境日益惡化,世界各國采取的重要舉措之一是大力發(fā)展可再生能源。其中,生物柴油具有能量密度高、潤滑性能好、儲(chǔ)運(yùn)安全、抗爆性好、燃燒充分、可再生、環(huán)境友好的優(yōu)點(diǎn),可直接應(yīng)用于現(xiàn)有的柴油發(fā)動(dòng)機(jī)系統(tǒng)和油料輸送系統(tǒng),是最理想的生物燃料之一[1]。當(dāng)前生物柴油的原料主要是動(dòng)、植物油脂。微生物油脂是微生物在一定條件下發(fā)酵生產(chǎn)的油脂,又稱單細(xì)胞油脂,通常具有和植物油脂相近的脂肪酸組成[2]。與植物油脂技術(shù)相比,微生物油脂技術(shù)具有生產(chǎn)周期短、可連續(xù)供給、生產(chǎn)潛力大等優(yōu)勢,且不與人爭糧,不與糧爭地。微生物油脂是解決生物柴油產(chǎn)業(yè)原料問題最有效、可持續(xù)的途徑之一[3]。
由于現(xiàn)有技術(shù)不成熟、生產(chǎn)成本高,微生物油脂還沒有得到廣泛應(yīng)用。簡化下游工藝,降低油脂提取能耗和成本是解決微生物油脂工業(yè)化應(yīng)用的關(guān)鍵之一。微生物油脂發(fā)酵醪液水分含量高(水分含量占80%以上)、細(xì)胞尺寸小、細(xì)胞密度低、物料粘度高[4]。為了獲得干細(xì)胞,發(fā)酵醪液需經(jīng)過濾、離心、干燥等脫水工序,能耗占整個(gè)下游能耗的85%以上[5]。所以基于干細(xì)胞的油脂提取方法,如壓榨法、壓力溶劑法[6]、索氏提取法等由于能耗過大,很難大規(guī)模應(yīng)用。為降低能耗,可直接用有機(jī)溶劑處理濕細(xì)胞提取油脂[7-8],但通常使用甲醇、氯仿等毒性較大的溶劑。超臨界流體雖然可以替代上述溶劑[9],但需在高溫高壓下操作,設(shè)備要求高。采用毒性較小的有機(jī)溶劑,如正己烷、乙酸乙酯等,處理濕細(xì)胞油脂提取效果差。這是因?yàn)檫@些溶劑透膜性能差,不能有效地進(jìn)入細(xì)胞萃取胞內(nèi)油脂。
通過適當(dāng)?shù)姆椒▽⒓?xì)胞破碎,可顯著提高油脂提取效率[10]。文獻(xiàn)報(bào)道有酸熱法、微波輔助法、超聲波輔助法、高壓蒸汽法、高壓均質(zhì)法、玻璃珠破碎法、滲透壓法和酶輔助法等[11-17]。酸熱法酸性強(qiáng),易造成油脂水解,酸值升高,并且廢水易污染環(huán)境。酸熱法還易破壞高附加值副產(chǎn)物如類胡蘿卜素等,降低產(chǎn)品品質(zhì)。微波輔助法、超聲波輔助法、高壓蒸汽法、高壓均質(zhì)法和玻璃珠破碎法能耗高,不適合工業(yè)化應(yīng)用。
酶輔助油脂提取法通過酶水解細(xì)胞壁,提高油脂浸提效率,可適用于高水分環(huán)境,操作條件溫和,已廣泛應(yīng)用于植物油脂提取[18]。有研究者在微藻菌泥中加入蝸牛酶和胰蛋白酶,油脂提取率達(dá)到49.8%[16]。圓紅冬孢酵母Rhodosporidium toruloides 產(chǎn)油性能良好,在限氮培養(yǎng)條件下,胞內(nèi)油脂可占生物量70%以上[19]。與微藻不同,R.toruloides 屬于擔(dān)子菌門,細(xì)胞壁最外層含有大量β-1,3-葡甘露聚糖,該糖主鏈?zhǔn)怯善咸烟桥c甘露糖通過β-1,4糖苷鍵連接而成,側(cè)鏈由11~16個(gè)單糖通過β-1,3糖苷鍵與主鏈連接而成。β-1,3-葡甘露聚糖酶(MAN5C)能夠水解β-1,3-葡甘露聚糖中相鄰于β-1,4糖苷鍵的β-1,3糖苷鍵[20]。在前期工作中,考察了處理?xiàng)l件、溶劑、溫度、pH 及酶用量等條件對從R.toruloides Y4發(fā)酵醪液中萃取油脂效率的影響;在優(yōu)化條件下,以乙酸乙酯為溶劑,油脂提取率達(dá)到96.6%[17]。本文將其反應(yīng)體系放大至10 L 規(guī)模,考察酶輔助提取R.toruloides 油脂的效果和穩(wěn)定性,為其工業(yè)化應(yīng)用提供參考。
圓紅冬孢酵母 Rhodosporidium toruloides Y4是R.toruloides AS 2.1389經(jīng)玉米秸稈水解液馴化所得。R.toruloides AS 2.1389購自中國普通微生物菌種保藏管理中心(CGMCC)。
畢赤巴斯德酵母Pichia pastoris (X-33)為異源表達(dá)β-1,3-葡甘露聚糖酶的宿主菌株,購自Invitrogen 公司(美國)。
YEPD 液體培養(yǎng)基(g/L):葡萄糖20,酵母粉10,蛋白胨10。固體培養(yǎng)基在YEPD 液體培養(yǎng)基基礎(chǔ)上加入15 g/L 瓊脂粉。
R.toruloides Y4批式發(fā)酵培養(yǎng)基(g/L):葡萄糖60.6,酵母粉10,(NH4)2SO410,KH2PO41,MgSO4·7H2O 1。滅菌后按1%(V/V)加入已過濾除菌的微量元素母液[21]。
BMGY 液體培養(yǎng)基(g/L):甘油10,酵母粉10,蛋白胨20,YNB 13.4,生物素4×10~4,0.1 mol/L 的磷酸鉀緩沖體系(pH 6.0)。
Pichia pastoris 批式發(fā)酵培養(yǎng)基(g/L):CaSO40.93,K2SO418.2,MgSO4·7H2O 14.9,KOH 4.13,甘油40。每升培養(yǎng)基中加入26.7 mL 85% H3PO4。
1.3.1 制備重組β-1,3-葡甘露聚糖酶(plMAN5C)
利用工程菌株畢赤巴斯德酵母 Pichia pastoris X-33在15 L 發(fā)酵罐上表達(dá)plMAN5C[22]。發(fā)酵液在4℃、11397×g 下離心1 h,所得上清先用6層普通濾紙抽濾,再用孔徑為0.22μm 濾膜抽濾,凍干。所得plMAN5C酶粉的酶活為460 U/g。plMAN5C 酶粉酶活按照文獻(xiàn)方法測定,酶活單位的定義為:酶反應(yīng)體系在37℃、pH 4.5的條件下,每分鐘釋放10μg 還原糖所需的酶量為1 U[22]。
1.3.2 酶處理R.toruloides Y4發(fā)酵醪液
R.toruloides Y4在15 L 發(fā)酵罐上批式補(bǔ)料發(fā)酵[23],得生物量為124.3 g/L、油脂量為75.0 g/L、含水量為84.1%(W/W)的發(fā)酵醪液。取10 L 發(fā)酵醪液,用5 mol/L NaOH 溶液調(diào)pH至6.0,水浴加熱至90℃,保溫15 min,之后水浴冷卻至25℃。按照已優(yōu)化的條件[17]向發(fā)酵液中加入46.5 g plMAN5C 酶粉,用8 mol/L HCl調(diào)pH 至4.0,25℃下攪拌3 h。
1.3.3 發(fā)酵醪液油脂萃取
用5 mol/L NaOH 溶液調(diào)節(jié)酶處理后R.toruloides Y4發(fā)酵醪液的pH 至6.0,加入10 L乙酸乙酯,室溫下攪拌4 h,轉(zhuǎn)速為600 r/min。在11397×g 下離心10 min (以下同),取出有機(jī)相和清液,向乳化相中加入8 L 乙酸乙酯,攪拌1 h,離心,分出有機(jī)相和清液,向乳化相中再加入5 L 乙酸乙酯,攪拌1 h,離心,分出有機(jī)相和清液。
1.4.1 生物量測定
將R.toruloides Y4發(fā)酵醪液在6200×g 下離心5 min,菌體用去離子水洗滌2次,在世凱105℃下烘至恒重,以g 干菌體/L 發(fā)酵液表示菌體生物量。
1.4.2 發(fā)酵醪液油脂量測定
采用酸熱法[11]提取發(fā)酵液總油脂,以g 油/L發(fā)酵液表示油脂量,作為衡量酶輔助法油脂提取率的標(biāo)準(zhǔn)。
1.4.3 酶處理過程中油脂提取率測定
在1.3.2酶處理過程中,每隔0.5 h,取出5 mL 發(fā)酵醪液,加入10 mL 乙酸乙酯,振蕩混勻5 min,在9700×g 下離心10 min (以下同),取有機(jī)相,余相中加入10 mL 乙酸乙酯,振蕩混勻5 min,離心,取有機(jī)相,將2次萃取得到的有機(jī)相合并,用等體積0.1% NaCl 溶液洗滌,無水Na2SO4干燥,過濾,旋轉(zhuǎn)蒸發(fā),在105℃下烘至恒重。所得油脂量與標(biāo)準(zhǔn)油脂量比較,得油脂提取率。
1.4.4 萃取過程中油脂提取率測定
在1.3.3的第一次萃取過程中,每隔0.5 h,取出10 mL,在6200×g 下離心5 min,取有機(jī)相,余相在9700×g 下離心10 min,取有機(jī)相。將兩次離心得到的有機(jī)相合并,用等體積0.1%NaCl 溶液洗滌,無水Na2SO4干燥,過濾,旋轉(zhuǎn)蒸發(fā),在105℃下烘至恒重。所得油脂量與標(biāo)準(zhǔn)油脂量比較,得油脂提取率。
1.4.5 萃取過程中乳化率測定
在1.3.3的第1次萃取過程中,每隔0.5 h,取出10 mL,在6200×g 下離心5 min,取有機(jī)相,余相在9700×g 下離心10 min,取有機(jī)相,將兩次離心得到的有機(jī)相合并,測定體積。乳化率(%)=(Vt–Vf)/ Vt×100(Vt:萃取溶劑總體積,mL;Vf:離心所得的萃取溶劑體積,mL)。
1.4.6 多次萃取的油脂提取率測定
將1.3.3的第1次萃取得到的有機(jī)相旋轉(zhuǎn)蒸發(fā),得到的油脂量與標(biāo)準(zhǔn)油脂量比較,得單次萃取的油脂提取率。同樣,將第2次、第3次萃取得到的有機(jī)相旋轉(zhuǎn)蒸發(fā),得到的油脂量與之前得到的油脂量相加,與標(biāo)準(zhǔn)油脂量比較,先后得萃取2次、3次的總油脂提取率。
1.4.7 多次萃取的溶劑回收率測定
測定1.3.3的第1次萃取得到的有機(jī)相體積,與加入的乙酸乙酯的體積比較,得第1次萃取的溶劑回收率。同樣,測定第2次和第3次萃取得到的有機(jī)相體積,與之前萃取得到的有機(jī)相體積相加,并與累計(jì)使用乙酸乙酯的體積比較,先后得萃取2次、3次的總?cè)軇┗厥章省?/p>
1.4.8 清液干物質(zhì)量的測定
將1.3.3萃取過程所得全部清液混合,取樣品在105℃下烘至恒重,稱重計(jì)算清液干物質(zhì)量。
1.4.9 菌渣量的測定
在1.3.3萃取結(jié)束后,將剩余的菌體和乳狀液混合,在105℃下烘至恒重,稱重得菌渣量。
1.4.10 物料回收率的測定
物料回收率為回收物料的干物質(zhì)量占初始物料干物質(zhì)量的比例。其中,初始物料包括R.toruloides Y4發(fā)酵醪液和過程中加入的酶粉、酸液和堿液,回收的物料包括提取到的油脂、清液和菌渣。
1.4.11 油脂脂肪酸組成及酸值分析
取油脂樣品,按文獻(xiàn)方法測定酸值[24],并進(jìn)行甲酯化和脂肪酸組成分析[23]。
微生物油脂是胞內(nèi)產(chǎn)物,被細(xì)胞壁和細(xì)胞膜所包裹,直接用有機(jī)溶劑萃取,效率不高。為提高效率,需要破碎細(xì)胞壁。產(chǎn)油酵母R.toruloides Y4細(xì)胞壁主要成分為β-1,3-葡甘露聚糖,可被MAN5C 水解。在前期工作中,通過工程菌表達(dá)獲得了重組的plMAN5C[22]。在10 mL 規(guī)模下,R.toruloides Y4發(fā)酵醪液分別經(jīng)plMAN5C 發(fā)酵上清和透析過的plMAN5C 酶液處理,油脂提取率分別達(dá)到93.5%和96.6%[17]。酶處理的前1 h 是酶解效率主導(dǎo)油脂提取率的階段。前0.5 h 油脂提取率從75.6%增加到82.3%,其后趨于穩(wěn)定。本文在10 L 規(guī)模研究酶輔助微生物油脂提取法。發(fā)現(xiàn)隨著酶處理時(shí)間增加,油脂提取率逐漸增加(圖1),說明細(xì)胞壁酶解程度逐漸增加。酶處理3 h,油脂提取率達(dá)到81.1%。其中,前0.5 h 油脂提取率的提高很快,從33.2%增加到71.1%,說明這段時(shí)間plMAN5C 酶解效率很高。這與10 mL 體系的規(guī)律類似,說明放大酶解體系沒有影響酶解效率,提取工藝的酶處理階段穩(wěn)定性高。
圖1 酶處理時(shí)間對油脂提取率的影響Fig.1 Effect of enzymatic treatment time on lipid extraction yields.
在酶處理3 h 后,向發(fā)酵醪液加入等體積乙酸乙酯,攪拌混勻,發(fā)現(xiàn)發(fā)酵醪液與乙酸乙酯形成穩(wěn)定的乳狀液,靜置1 h 不分層。這是因?yàn)榧?xì)胞壁水解釋放出胞內(nèi)蛋白質(zhì)、糖脂、磷脂等兩性物質(zhì),作為表面活性劑分布在乙酸乙酯、油脂等有機(jī)相和水相之間的界面層中,降低了界面張力,形成了乳液。乳化現(xiàn)象將嚴(yán)重影響油脂提取[25]。增加萃取時(shí)間,有機(jī)相和水相接觸更加充分,乳液更加穩(wěn)定,乳化率增加,油脂提取率降低(圖2)。當(dāng)萃取1 h 時(shí),乳化率達(dá)到44.7%,油脂提取率降低到46.4%,此后趨于穩(wěn)定。在充分酶解的情況下,油脂提取率與乳化率呈反相關(guān)。要獲得好的油脂提取效果,必須降低乳化率。
圖2 萃取時(shí)間對油脂提取率和乳化率的影響Fig.2 Effect of extraction time on lipid extraction yields and emulsification yields.
降低乳化率的方法很多,最常用的是離心破乳和酶破乳[26]。提高離心加速度或者增加離心時(shí)間可以破除乳化層,但是能耗高。利用蛋白酶、磷脂酶水解蛋白質(zhì)和磷脂等表面活性物質(zhì)可以降低乳化率,但成本高。本文采用多次萃取的方來破除乳化層,提高油脂提取率。使用乙酸乙酯第1次萃取的油脂提取率和溶劑回收率分別只有29.0%和30.0%(圖3),此時(shí)體系乳化程度高,油脂提取率低。通過移除清液,補(bǔ)加乙酸乙酯,2次萃取的總油脂提取率和總?cè)軇┗厥章史謩e達(dá)到87.6%和86.1%;而3次萃取后分別達(dá)到92.9%和87.0%,已接近于10 mL 規(guī)模的最優(yōu)值。在多次萃取過程中,移除清液降低了體系中蛋白質(zhì)和磷脂等生物表面活性劑含量。補(bǔ)加乙酸乙酯促進(jìn)乳滴合并,降低乳化層穩(wěn)定性,從而提高了油脂提取率和溶劑回收率。在實(shí)際生產(chǎn)中,離心得到包含乙酸乙酯和油脂的有機(jī)相由于遠(yuǎn)未達(dá)到油脂溶解度,可直接用于下一輪萃取。這樣可減少有機(jī)溶劑使用量,降低溶劑回收能耗。
圖3 萃取次數(shù)對總油脂提取率和總?cè)軇┗厥章实挠绊慒ig.3 Effect of extraction number on total lipid extraction yields and total solvent recovery yields.
圖4 酶輔助法提取R.toruloides 油脂工藝流程圖Fig.4 Enzyme-assisted R.toruloides lipid extraction process flow diagram.a:containing cell mass of 1243.0 g;b:the dry weight.
如圖4所示,酶輔助提取R.toruloides 油脂的工藝流程包括發(fā)酵醪液熱處理、酶處理、萃取、離心分離和溶劑蒸發(fā)。本研究表明全流程的物料回收率達(dá)到94.2%。酶處理、萃取和離心分離都在常溫常壓下進(jìn)行,與酸熱法、高壓蒸汽法、微波輔助法、超臨界萃取法相比,能耗低。由于細(xì)胞和酶易于分散在水相中,萃取操作在低攪拌速率下即可達(dá)到充分混合,與玻璃珠破碎法和高壓均質(zhì)法相比,動(dòng)力消耗低。由于熱處理和酶處理都在發(fā)酵罐中進(jìn)行,沒有使用特殊設(shè)備,與超聲波輔助法相比,設(shè)備使用少,成本低。由于plMAN5C 只選擇性水解細(xì)胞壁中相鄰于β-1,4糖苷鍵的β-1,3糖苷鍵,酶處理后細(xì)胞壁保留了一定的結(jié)構(gòu)完整性[17],有利于菌體回收利用。由于過程中pH 調(diào)節(jié)幅度小,與酸熱法相比,引入酸堿量少,清液中含鹽量低,便于處理,對環(huán)境污染少。綜上分析,酶輔助提取R.toruloides 油脂工藝的設(shè)備使用少、菌渣回收容易,適應(yīng)工業(yè)化生產(chǎn)。
從表1可以看出,酶輔助法提取油脂的脂肪酸組成與總油脂相似,以棕櫚酸(C16)、棕櫚油酸(C16:1)、油酸(C18:1)、亞油酸(C18:2)和亞麻酸(C18:3)等C16、C18系脂肪酸為主。已有研究表明,R.toruloides Y4油脂含有中性脂、糖脂、鞘脂和磷脂等不同極性的組分,中性脂占81%~88%[27]。在酶輔助提取油脂的過程中,中性脂更易被有機(jī)溶劑萃取,而糖脂、鞘脂和磷脂等極性親水分子分散在水相,形成乳化層,提取率較低[16]。與糖脂、鞘脂、磷脂相比,中性脂的飽和脂肪酸(SFA)含量較高[28],所以酶輔助法提取的油脂中SFA 較多。采用酸熱法和酶輔助法提取的油脂的酸值分別為(8.3±0.30) mg KOH/g 和(2.9±0.2) mg KOH/g。這可能是因?yàn)槊篙o助法提取油脂操作條件溫和,油脂水解程度低,自由脂肪酸生成少,而且相對于其他中性脂,自由脂肪酸由于極性較高,提取效率較低。酶輔助法油脂的酸值可滿足堿催化酯交換反應(yīng)制備生物柴油的要求[29]。
表1 總油脂和酶輔助法油脂的脂肪酸組成Table 1 Fatty acid compositions of the total lipids and lipids extracted by enzyme-assisted
本文在10 L 規(guī)模下驗(yàn)證了酶輔助提取R.toruloides 油脂工藝的有效性,通過多次萃取,油脂提取率和物料回收率均達(dá)到90%以上。該法對設(shè)備要求低,油脂提取率高,放大適應(yīng)性好,具有很好的工業(yè)化應(yīng)用潛力。
[1]Demirbas A.Importance of biodiesel as transportation fuel.Energ Policy,2007,35(9):4661–4670.
[2]Teng H,Mu Y,Yang TK,et al.Advances in biodiesel research.Chin J Biotech,2010,26(7):892–902(in Chinese).滕虎,牟英,楊天奎,等.生物柴油研究進(jìn)展.生物工程學(xué)報(bào),2010,26(7):892–902.
[3]Zhao ZB,Hu CM.Progress in bioenergy-oriented microbial lipid technology.Chin J Biotech,2011,27(3):427–435(in Chinese).趙宗保,胡翠敏.能源微生物油脂技術(shù)進(jìn)展.生物工程學(xué)報(bào),2011,27(3):427–435.
[4]Lee AK,Lewis DM,Ashman PJ.Microbial flocculation,a potentially low-cost harvesting technique for marine microalgae for the production of biodiesel.J Appl Phycol,2009,21(5):559–567.
[5]Teixeira RE.Energy-efficient extraction of fuel and chemical feedstocks from algae.Green Chem,2012,14(2):419–427.
[6]White PM,Potter TL,Strickland TC.Pressurized liquid extraction of soil microbial phospholipid and neutral lipid fatty acids.J Agric Food Chem,2009,57(16):7171–7177.
[7]Folch J,Lees M,Stanley GHS.A simple method for the isolation and purification of total lipids from animal tissues.J Biol Chem,1957,226(1):497–509.
[8]Bligh EG,Dyer WJ.A rapid method of total lipid extraction and purification.Can J Biochem Physiol,1959,37(8):911–917.
[9]Halim R,Gladman B,Danquah MK,et al.Oil extraction from microalgae for biodiesel production.Bioresour Technol,2011,102(1):178–185.
[10]Cooney M,Young G,Nagle N.Extraction of bio-oils from microalgae.Sep Purif Rev,2009,38(4):291–325.
[11]Li W,Du W,Li YH,et al.Enzymatic transesterification of yeast oil for biodiesel fuel production.Chin J Process Eng,2007,7(1):137–140(in Chinese).里偉,杜偉,李永紅,等.生物酶法轉(zhuǎn)化酵母油脂合成生物柴油.過程工程學(xué)報(bào),2007,7(1):137–140.
[12]Balasubramanian S,Allen JD,Kanitkar A,et al.Oil extraction from Scenedesmus obliquus using a continuous microwave system-design,optimization,and quality characterization.Bioresour Technol,2011,102:3396–3403.
[13]Lee JY,Yoo C,Jun SY,et al.Comparison of several methods for effective lipid extraction from microalgae.Bioresour Technol,2010,101:S75–S77.
[14]Zhu JY,Zhang HM,Hu YC,et al.Comparision on lipid extraction methods of Schizochytrium sp.for industrialization.Food Sci Technol,2011,36(9):32–35(in Chinese).朱婧瑤,張紅漫,胡耀池,等.面向工業(yè)化的裂殖壺菌 DHA 油脂提取方法研究.食品科技,2011,36(9):32–35.
[15]Yoo G,Park WK,Kim CW,et al.Direct lipid extraction from wet Chlamydomonas reinhardtii biomass using osmotic shock.Bioresour Technol,2012,123:717–722.
[16]Liang K,Zhang Q,Cong W.Enzyme-assisted aqueous extraction of lipid from microalgae.J Agric Food Chem,2012,60(47):11771–11776.
[17]Jin GJ,Yang F,Hu CM,et al.Enzyme-assisted extraction of lipids directly from the culture of the oleaginous yeast Rhodosporidium toruloides.Bioresource Technol,2012,111:378–382.
[18]Gibbins RD,Aksoy HA,Ustun G.Enzyme-assisted aqueous extraction of safflower oil:optimisation by response surface methodology.Int J Food Sci Technol,2012,47(5):1055–1062.
[19]Li YH,Liu B,Zhao ZB,et al.Optimization of culture conditions for lipid production by Rhodosporidium toruloides.Chin J Biotech,2006,22(4):650-656(in Chinese).李永紅,劉波,趙宗保,等.圓紅冬孢酵母菌發(fā)酵產(chǎn)油脂培養(yǎng)基及發(fā)酵條件的優(yōu)化研究.生物工程學(xué)報(bào),2006,22(4):650-656.
[20]Arai M,Lee TH,Murao S.Substrate specificity of Penicillium lilacinum enzyme lytic to cell wall of Rhodotorula glutinis and structure of Rhodotorula cell wall glucomannan.Curr Microbiol,1978,1(3):185–188.
[21]Wu SG,Zhao X,Shen HW,et al.Microbial lipidproduction by Rhodosporidium toruloides under sulfate-limited conditions.Bioresour Technol,2011,102(2):1803–1807.
[22]Yang F,Zhang SF,Jin GJ,et al.Purification and characterization of a β-1,3-glucomannanase expressed in Pichia pastoris.Enzyme Microb Technol,2011,49(2):223–228.
[23]Li YH,Zhao ZB,Bai FW.High-density cultivation of oleaginous yeast Rhodosporidium toruloides Y4 in fed-batch culture.Enzyme Microb Technol,2007,41(3):312–317.
[24]He DP,Chen T.Microbial Oil.Beijing:Chemical Industry Press,2005:241–242(in Chinese).何東平,陳濤.微生物油脂學(xué).北京:化學(xué)工業(yè)出版社,2005:241–242.
[25]Campbell KA,Glatz CE,Johnson LA,et al.Advances in aqueous extraction processing of soybeans.J Am Oil Chem Soc,2011,88(4):449–465.
[26]Chabrand RM,Kim HJ,Zhang C,et al.Destabilization of the emulsion formed during aqueous extraction of soybean oil.J Am Oil Chem Soc,2008,85(4):383–390.
[27]Wu SG,Hu CM,Jin GJ,et al.Phosphate-limitation mediated lipid production by Rhodosporidium toruloides.Bioresource Technol,2010,101(15):6124–6129.
[28]Yoshida H,Yoshida N,Kuriyama I,et al.Profiles of lipid components,fatty acid distributions of triacylglycerols and phospholipids in Jack beans(Canavalia gladiata DC.).Food Chem,2013,136(2):807–812.
[29]Kumar R,Tiwari P,Garg S.Alkali transesterification of linseed oil for biodiesel production.Fuel,2013,104:553–560.