姚高峰，秦秀林，儲 炬，錢江潮

(華東理工大學 生物反應器工程國家重點實驗室，上海 200237)

S-腺苷-L-甲硫氨酸(S-Adenosyl-L-methionine，簡稱SAM)是一種重要的中間代謝物，廣泛存在于微生物、動物、植物體內，可作為甲基、亞甲基、氨基、核糖、氨丙基的供體，參與體內的各種生化反應[1～3]。作為一種具有重要生理活性的物質，SAM在治療肝炎、肝功能紊亂、關節(jié)炎、抑郁癥、心血管等疾病以及抗衰老、防癌[4]等方面發(fā)揮著重要作用[5，6]，市場需求日益增大。

生物反應器工程國家重點實驗室通過在重組畢赤酵母(Pichiapastoris)中高效表達SAM合成酶，獲得了能大量積累SAM的重組菌G/DS16[7]。但利用HPLC方法定量分析胞內SAM含量及SAM合成酶活性時存在保留時間長或峰寬、分離效果不佳的問題[8～10]。

針對胞內SAM抽提液及SAM合成酶測定體系中SAM的分離，作者對HPLC方法的流動相和洗脫程序進行優(yōu)化，以建立一種分離效果好、精確度高、重復性好、保留時間適中的SAM定量分析方法，用于測定胞內SAM含量與SAM合成酶活性。

1 實驗

1.1 材料、試劑與儀器

SAM標準品，Sigma公司；ATP、L-Met，上海生工生物工程有限公司；高氯酸、甲酸銨、甲酸均為分析純；水為雙蒸水。

Agilent HP1100型高效液相色譜儀，Thermo Scientific型冷凍離心機，QT-1型漩渦混合器，電子天平，恒溫水浴鍋，0.22 μm水相濾頭等。

1.2 菌種

菌種G/DS16，自行構建保藏[7]。G/DS16為基因工程改造菌，甲醇誘導并補加甲硫氨酸后胞內SAM合成酶活性增大，SAM含量較高。

1.3 色譜條件

Thermo-BioBasic SCX色譜柱(4.6 mm×250 mm，5 μm)，流動相為甲酸銨溶液(pH值4.0)，流速1 mL·min-1，檢測波長254 nm，柱溫25 ℃，進樣量10 μL。

1.4 流動相的配制

準確稱取31.5 g甲酸銨溶于水中，定容至1000 mL，配制成濃度為0.5 mol·L-1的甲酸銨溶液，用甲酸調pH值4.0左右。取0.5 mol·L-1甲酸銨溶液適量，稀釋至終濃度為5 mmol·L-1，用甲酸調pH值4.0左右。流動相現(xiàn)配現(xiàn)用，0.22 μm水相濾頭過濾。

1.5 標準溶液的配制

準確稱取SAM標準品25 mg，加水溶解，定容，配制成濃度為1.0 g·L-1的標準品儲備液。取適量標準品儲備液加水稀釋，得濃度分別為0.5 g·L-1、0.35 g·L-1、0.25 g·L-1、0.15 g·L-1、0.05 g·L-1的標準溶液。進樣前用0.22 μm水相濾頭過濾。

1.6 樣品制備

1.6.1 胞內SAM抽提樣品

取G/DS16發(fā)酵液1 mL，12 000 r·min-1離心2 min，去上清，加入1 mL10%三氯乙酸(TCA)重懸，于4 ℃靜置抽提2 h，離心后取上清液，用0.22 μm水相濾頭過濾，待測。

1.6.2 SAM合成酶活性測定樣品

發(fā)酵過程中SAM合成酶的酶活水平是通過測定體外酶促反應液的SAM含量來監(jiān)控的。取1 mL G/DS16發(fā)酵液，離心去上清，加1 mL緩沖溶液和等體積的酸洗玻璃珠，按冰水浴30 s、振蕩破碎30 s交替進行8次，12 000 r·min-1、4 ℃離心7 min以上，上清即為粗酶液。SAM合成酶活性測定反應體系見表1。

表1 SAM合成酶活性測定反應體系

反應體系在37 ℃反應1 h，加500 μL 20%高氯酸，4 ℃放置0.5 h以上終止反應，12 000 r·min-1、4 ℃離心10 min以上，取上清，用0.22 μm水相濾頭過濾，待測。以不加粗酶液、ATP或L-Met的反應體系作為對照。

2 結果與討論

2.1 流動相與洗脫程序的優(yōu)化

首先以普遍使用的0.5 mol·L-1(pH值4.0)甲酸銨作為流動相進行HPLC測定，結果見圖1。

★—SAM —雜質(a)SAM標準品 (b)SAM合成酶活性測定對照組 (c)SAM合成酶活性測定樣品 (d)胞內SAM抽提樣品

由圖1可知，對于SAM合成酶活性測定反應體系，0.5 mol·L-1甲酸銨溶液作為流動相的分離效果不佳。SAM合成酶活性測定對照組分離時在SAM峰相應處出現(xiàn)一個雜質峰(圖1b)，這可能是由于其中含有ATP、L-Met以及反應生成的一些雜質，這些物質的保留時間與SAM相同，造成了對SAM測定的干擾。而檢測SAM合成酶活性測定樣品時，雜質峰與SAM峰重疊(圖1c)，嚴重影響了測定結果的準確性。而且，采用0.5 mol·L-1甲酸銨為流動相，5 min之內可完成洗脫過程，SAM保留時間過短，即使在胞內抽提樣品中，也存在保留時間相近的其它物質(圖1d)，嚴重影響了分離效果。

為了獲得較好的分離效果，針對流動相和洗脫程序進行優(yōu)化。通過改變流動相中的甲酸銨濃度來調節(jié)保留時間，優(yōu)化的洗脫程序如下：以5 mmol·L-1的甲酸銨洗脫5 min，去除大量雜質；然后提高甲酸銨的濃度(0.5 mol·L-1甲酸銨∶5 mmol·L-1甲酸銨=9∶1)洗脫4 min；再用0.5 mol·L-1的甲酸銨洗脫3 min，將SAM洗脫；最后用5 mmol·L-1的甲酸銨重新平衡柱子。整個洗脫過程中，流動相的pH值為4.0，流速為1 mL·min-1。

在優(yōu)化的流動相和洗脫程序下進行HPLC測定，結果見圖2。

★—SAM —雜質(a)SAM標準品 (b)SAM合成酶活性測定對照組 (c)SAM合成酶活性測定樣品 (d)胞內SAM抽提樣品

由圖2可知，SAM標準品保留時間為10.1 min左右，峰形較好(圖2a)；SAM合成酶活性測定對照組樣品中的雜質與SAM得到了很好的分離(圖2b)；SAM合成酶活性測定樣品以及胞內SAM抽提樣品中SAM組分都得到了有效分離，峰寬、峰形較理想，沒有雜質峰的干擾(圖2c、d)。這說明適合的SAM保留時間排除了保留時間短可能造成的溶劑峰干擾，且相對于反相C18柱法較長的保留時間[11]，該方法的檢測效率明顯提高。

2.2 SAM的標準曲線

取濃度為0.05～0.5 g·L-1的SAM標準溶液，采用優(yōu)化的流動相和洗脫程序進行HPLC分析，以峰面積(y)對SAM濃度(x)繪制標準曲線，見圖3。

圖3 SAM的標準曲線

由圖3可知，在0.05～0.5 g·L-1濃度范圍內，SAM的濃度和峰面積線性關系良好，標準曲線方程為y=25.5+7098.0x，R2為0.99996。

2.3 精密度

取10 μL 250 mg·L-1的SAM標準溶液進樣，平行測定5次，結果見表2。

表2 精密度實驗結果(n=5)

由表2可知，相對標準偏差為0.45%，表明該方法精密度良好。

2.4 重復性

分別取同一SAM合成酶活性測定樣品和胞內SAM抽提樣品10 μL進樣，平行測定5次，結果見表3。

表3 重復性實驗結果(n=5)

由表3可知，相對標準偏差分別為0.49%和0.59%，表明該方法重復性良好。

2.5 回收率

分別取已知濃度SAM合成酶活性測定樣品和胞內SAM抽提樣品各6份，3份一組，各添加2個不同濃度(100 mg·L-1、300 mg·L-1)的SAM標準品，按優(yōu)化色譜條件進樣，結果見表4。

表4 加樣回收率實驗結果

由表4可知，平均回收率為99.3%～100.5%，相對標準偏差為0.72%～0.98%，表明該方法回收率高，準確可靠。

2.6 穩(wěn)定性

取同一SAM合成酶活性測定樣品和胞內SAM抽提樣品，每隔2 h進樣測定，平行測定5次，結果見表5。

表5 穩(wěn)定性實驗結果(n=5)

由表5可知，相對標準偏差分別為0.76%和0.69%，表明該方法穩(wěn)定性良好，能夠適用于長時間、多樣品的測定。

2.7 SAM合成酶活性測定對照組的考察

在SAM合成酶活性測定過程中需要設置對照組以扣除本底水平的SAM，一般以不加ATP(對照組1)或不加L-Met(對照組2)為對照組。針對兩種情況進行考察，結果見表6。

表6 SAM合成酶活性測定對照組的考察

由表6可知，實驗組的SAM峰面積為4749.7，而對照組1為98.2、對照組2為33.1，兩對照組SAM峰面積差別較小，僅占實驗組測定值的1%左右，對測定結果的干擾有限。粗酶液中含有少量的胞內水平的ATP和L-Met，ATP作為一種活性物質，含量較低且穩(wěn)定性較差，而L-Met相比而言較為穩(wěn)定。推測用于酶活測定的粗酶液中殘留的L-Met參與了對照組1的反應，直接導致了兩對照組SAM含量的差異，因此，選擇不加ATP的對照組更能反映實際的酶活水平。

3 結論

分析了原有HPLC方法測定SAM存在的問題，針對流動相和洗脫程序進行優(yōu)化，建立了一種高效、穩(wěn)定、準確性高的SAM定量檢測方法。確定最佳HPLC條件為：254 nm吸收波長下，以5 mmol·L-1和0.5 mol·L-1的甲酸銨在不同時間段以1 mL·min-1的流速進行洗脫。在此色譜條件下，胞內SAM抽提樣品和SAM合成酶酶促反應樣品中的SAM都能夠得到有效分離。該方法簡單高效、重復性好、精確度高，并且性能穩(wěn)定，可以較長時間進行大量樣品的準確測定，能夠滿足發(fā)酵過程中菌體胞內SAM產量的測定以及SAM合成酶酶活的監(jiān)控要求。

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