李文瓊, 代書勤, 張 輝, 2, 3, 線薇薇, 2

環(huán)境RNA技術(shù)在水生生態(tài)系統(tǒng)生物多樣性監(jiān)測(cè)中的應(yīng)用

李文瓊1, 3, 代書勤1, 張 輝1, 2, 3, 線薇薇1, 2

(1. 中國(guó)科學(xué)院海洋研究所 中國(guó)科學(xué)院海洋生態(tài)與環(huán)境科學(xué)重點(diǎn)實(shí)驗(yàn)室, 山東 青島 266071; 2. 青島海洋科學(xué)與技術(shù)試點(diǎn)國(guó)家實(shí)驗(yàn)室 海洋生態(tài)與環(huán)境科學(xué)功能實(shí)驗(yàn)室, 山東 青島 266237; 3. 中國(guó)科學(xué)院大學(xué), 北京 100049)

隨著人類活動(dòng)在全球范圍內(nèi)的不斷增強(qiáng), 水生生態(tài)系統(tǒng)的生物多樣性喪失, 群落結(jié)構(gòu)發(fā)生巨大變化。因此, 進(jìn)行準(zhǔn)確可靠的生物多樣性監(jiān)測(cè)來(lái)確定目標(biāo)區(qū)域的物種豐度和群落結(jié)構(gòu)對(duì)生態(tài)保護(hù)和資源可持續(xù)利用至關(guān)重要。環(huán)境DNA技術(shù)(eDNA)作為一種非入侵性的新手段, 正在迅速發(fā)展, 然而, eDNA技術(shù)易出現(xiàn)假陽(yáng)性, 從而導(dǎo)致實(shí)時(shí)生物多樣性監(jiān)測(cè)不準(zhǔn)確的現(xiàn)象仍然普遍存在。與eDNA技術(shù)相比, 環(huán)境RNA技術(shù)(eRNA)的快速降解使得它具有減少eDNA監(jiān)測(cè)結(jié)果假陽(yáng)性的潛力。本文概述了eRNA技術(shù)在水生生態(tài)系統(tǒng)的生物多樣性監(jiān)測(cè)中的可行性, 主要從eRNA技術(shù)在水生生態(tài)系統(tǒng)中的可檢測(cè)性和提高檢測(cè)分辨率的潛力兩個(gè)方面來(lái)介紹; 綜述了eRNA技術(shù)目前在水生生態(tài)系統(tǒng)生物多樣性監(jiān)測(cè)方面的研究進(jìn)展; 指出了eRNA技術(shù)目前存在的問(wèn)題并分析了未來(lái)的研究方向。本文對(duì)未來(lái)將eRNA技術(shù)實(shí)際應(yīng)用于水生生態(tài)系統(tǒng)的生物多樣性監(jiān)測(cè)、生態(tài)保護(hù)和資源可持續(xù)利用具有一定的參考價(jià)值。

環(huán)境RNA; 生物多樣性; 生態(tài)監(jiān)測(cè); 生態(tài)保護(hù)

隨著網(wǎng)箱養(yǎng)殖、過(guò)度捕撈、礦物及油氣資源開(kāi)發(fā)等人類活動(dòng)在全球范圍內(nèi)的不斷增強(qiáng), 水生生態(tài)系統(tǒng)的生物多樣性喪失, 群落結(jié)構(gòu)發(fā)生巨大變化[1]。為了在受影響區(qū)域?qū)嵤┘皶r(shí)、有效的措施以保護(hù)隱蔽的、脆弱的以及瀕危的物種, 提前干預(yù)和監(jiān)管外來(lái)物種的入侵行為并保證海洋資源的可持續(xù)利用, 探究準(zhǔn)確可靠的生物多樣性監(jiān)測(cè)方法來(lái)確定目標(biāo)區(qū)域的物種豐度和群落結(jié)構(gòu)是至關(guān)重要的[2-3]。

上述挑戰(zhàn), 以及傳統(tǒng)野外監(jiān)測(cè)方法的局限性, 均促進(jìn)了基于分子技術(shù)的生物多樣性監(jiān)測(cè)的快速發(fā)展。新型分子技術(shù)引入了對(duì)生物多樣性進(jìn)行非靶向監(jiān)測(cè)的可能性, 它可以探索研究區(qū)域的所有群落, 并進(jìn)一步提供了將某些稀有或未知物種和生態(tài)上重要的物種納入生物多樣性監(jiān)測(cè)的可能性[4]。目前應(yīng)用于生物多樣性監(jiān)測(cè)較為成熟的分子技術(shù)是環(huán)境DNA(environmental DNA, eDNA)技術(shù), 該技術(shù)成本低、破壞性小、準(zhǔn)確性高的特點(diǎn)使其越來(lái)越頻繁的應(yīng)用于水生生態(tài)監(jiān)測(cè), 其中包括生物多樣性監(jiān)測(cè)及生物量定量評(píng)估。例如, Zhang等[5]基于eDNA 技術(shù)研究了長(zhǎng)江口及其鄰近水域魚類群落, 結(jié)果表明, 與傳統(tǒng)方法相比, eDNA技術(shù)能夠更為靈敏地監(jiān)測(cè)到魚類群落結(jié)構(gòu)隨季節(jié)的變化。Diao等[6]基于eDNA技術(shù)對(duì)中國(guó)南海的生物多樣性進(jìn)行監(jiān)測(cè), 結(jié)果表明, 通過(guò)eDNA技術(shù)成功實(shí)現(xiàn)了對(duì)三大類群的多樣性監(jiān)測(cè)。以上研究均證明了eDNA技術(shù)能夠應(yīng)用于水生生態(tài)系統(tǒng)生物多樣性監(jiān)測(cè)。在Salter等[7]對(duì)大西洋鱈魚進(jìn)行eDNA技術(shù)的定量研究中, 將eDNA技術(shù)與傳統(tǒng)拖網(wǎng)調(diào)查的結(jié)果進(jìn)行比較, 發(fā)現(xiàn)大西洋鱈魚的捕獲量與eDNA技術(shù)所得結(jié)果呈顯著正相關(guān)關(guān)系, 因此, eDNA技術(shù)具有水生生態(tài)系統(tǒng)的魚類種群的區(qū)域性定量評(píng)估的潛力。盡管eDNA技術(shù)日漸成熟且廣泛應(yīng)用于水生生態(tài)監(jiān)測(cè), 然而eDNA在生物體離開(kāi)后仍在環(huán)境中持續(xù)存在數(shù)周以及在水柱中遷移的能力, 可能導(dǎo)致檢測(cè)結(jié)果的假陽(yáng)性, 從而導(dǎo)致實(shí)時(shí)生物多樣性評(píng)估不準(zhǔn)確[8-14]。而環(huán)境RNA技術(shù)(environ-mental RNA, eRNA)有望作為一種高敏感性的補(bǔ)充技術(shù)與eDNA技術(shù)結(jié)合使用來(lái)解決這一問(wèn)題。

eRNA, 指在環(huán)境中存在的RNA, 由生物體釋放到周圍環(huán)境中, 主要以游離、囊泡或細(xì)胞的形式存在, 并在環(huán)境介質(zhì)中發(fā)生一段距離的遷移, 之后大部分eRNA迅速降解, 還有極少的eRNA吸附在沉積物顆粒上向下沉降并在深海沉積物中積累[15-17](圖1)。

圖1 環(huán)境RNA在海洋中的活動(dòng)軌跡

eRNA技術(shù)指從環(huán)境樣本中直接提取RNA片段后進(jìn)行相關(guān)生物多樣性研究。eRNA技術(shù)的操作流程主要包括環(huán)境樣品采集, 提取樣品中的RNA并將其逆轉(zhuǎn)錄, 將獲得的互補(bǔ)DNA(complementary DNA, cDNA)作為模板進(jìn)行PCR擴(kuò)增, 以及基于高通量測(cè)序技術(shù)來(lái)監(jiān)測(cè)研究區(qū)域中的生物多樣性(圖2)。

圖2 eRNA技術(shù)的操作流程——以水樣為例

1 環(huán)境RNA技術(shù)在生物多樣性監(jiān)測(cè)中的可行性

與DNA相比, RNA是一種不太穩(wěn)定的分子。RNA分子的單鏈結(jié)構(gòu)、致使堿基催化水解的額外羥基的存在以及外源性和內(nèi)源性RNA酶的普遍存在可能是eRNA的降解速率較eDNA更快的主要原因[18-19]。因此, 普遍認(rèn)為環(huán)境介質(zhì)中的RNA會(huì)因其過(guò)快的降解速率而無(wú)法檢測(cè)到具有生物學(xué)意義的數(shù)量[20]。然而, 最近的實(shí)驗(yàn)研究表明, eRNA在水生生態(tài)系統(tǒng)中具有一定的可檢測(cè)性、高釋放率和快速周轉(zhuǎn)率, 這些eRNA所特有的優(yōu)勢(shì)以及eRNA技術(shù)在提高檢查分辨率方面的潛力, 使得eRNA技術(shù)在水生生態(tài)系統(tǒng)的生物多樣性監(jiān)測(cè)中具有可行性。

1.1 環(huán)境RNA在水生生態(tài)系統(tǒng)中的可檢測(cè)性

Cristescu[15]在闡述eRNA持久性的綜述性文章中表明, 代謝活躍的生物體可以將大量RNA釋放到環(huán)境中, 而細(xì)胞外囊泡、衣殼等結(jié)構(gòu)的存在能夠防止RNA被RNA酶迅速降解, 從而大大延長(zhǎng)了微生物或大型生物釋放到周圍環(huán)境中的RNA在環(huán)境中的存在時(shí)間; von Ammon等[21]在關(guān)于eDNA與eRNA分子信號(hào)的檢測(cè)相關(guān)性的研究中表明, eRNA的可檢測(cè)性隨著eDNA拷貝數(shù)的增加而增加。這些研究為eRNA在水生生態(tài)系統(tǒng)中的可檢測(cè)性提供了初步的理論依據(jù)。之后人們利用水族箱進(jìn)行受控實(shí)驗(yàn), 以更具體地探究eRNA在水體環(huán)境中的存在時(shí)間, 進(jìn)一步證實(shí)了eRNA在水生生態(tài)系統(tǒng)中的可檢測(cè)性。例如, Wood等[22]以兩種海洋無(wú)脊椎動(dòng)物(纓鰓蟲和柄海鞘)為研究對(duì)象, 比較了eDNA和eRNA的可檢測(cè)時(shí)間, 研究發(fā)現(xiàn)eRNA在移除生物體的水族箱中的可檢測(cè)時(shí)間長(zhǎng)達(dá)13 h, 比eDNA時(shí)間要短; Mérou等[23]在檢測(cè)受感染牡蠣中的牡蠣寄生蟲的eDNA和eRNA在海水中存在時(shí)間的實(shí)驗(yàn)中發(fā)現(xiàn), 牡蠣寄生蟲的eRNA能夠持續(xù)存在30 d, 比eDNA的存在時(shí)間還長(zhǎng); Marshall等[24]基于eDNA技術(shù)和eRNA技術(shù), 采集了移除斑馬貽貝和條紋貽貝后的水族箱樣品進(jìn)行研究, 結(jié)果表明在移除生物體的3 d后僅檢測(cè)到核糖體RNA(ribosomal RNA, rRNA)基因靶標(biāo), 而H2B信使RNA(messenger RNA, mRNA)基因靶標(biāo)在24 h后就無(wú)法檢測(cè)到。在最近的2項(xiàng)探究環(huán)境條件對(duì)eRNA降解速率影響的實(shí)驗(yàn)中, Qian等[25]調(diào)查了溫度對(duì)中國(guó)對(duì)蝦eRNA可檢測(cè)時(shí)間的影響, 結(jié)果顯示eRNA在低溫下可檢測(cè)時(shí)間較長(zhǎng)(22 h左右), 而隨著溫度的升高, eRNA的可檢測(cè)時(shí)間縮短至11 h左右; Kagzi等[26]在基于pH梯度探究蚤狀溞eRNA的存在時(shí)間的研究中發(fā)現(xiàn), pH值的變化對(duì)其eRNA的存在時(shí)間影響不大, 范圍約為21～27 h。在最近的一項(xiàng)野外試驗(yàn)中, Littlefair等[27]發(fā)現(xiàn), 野外采集水樣后低溫儲(chǔ)存2～5 h仍然可以檢測(cè)到來(lái)自eRNA的可靠信號(hào)。因此, eRNA可以足夠持久的存在于水體環(huán)境中, 這使得eRNA具有一定的可檢測(cè)性。

1.2 環(huán)境RNA技術(shù)的檢測(cè)分辨率

eDNA技術(shù)的分辨率僅限于物種水平的檢測(cè)或種群水平的遺傳推斷, 而eRNA技術(shù)在這方面具有超越eDNA技術(shù)的潛力[28]。多年來(lái), 侵入性生物監(jiān)測(cè)方法一直使用從組織或整個(gè)生物體產(chǎn)生的 mRNA圖譜來(lái)闡明個(gè)體的生物學(xué)狀態(tài)[29-30]。從微觀上來(lái)說(shuō), mRNA反映了來(lái)源生物的轉(zhuǎn)錄圖譜。個(gè)體隨時(shí)間推移或者來(lái)自不同環(huán)境的個(gè)體之間所產(chǎn)生的mRNA圖譜的變化可以作為生物體對(duì)特定環(huán)境應(yīng)激源反應(yīng)的特征。也就是說(shuō), 擁有相似基因圖譜的生物體, 根據(jù)它們的發(fā)育階段、生理狀態(tài)、遺傳背景或表型的不同, 可能會(huì)在轉(zhuǎn)錄圖譜中表現(xiàn)出顯著的差異[31-34]。

由于RNA序列只由在生物體組織內(nèi)轉(zhuǎn)錄活躍的基因產(chǎn)生, 因此不同狀態(tài)的同種生物之間相應(yīng)的轉(zhuǎn)錄特征可以由生物體產(chǎn)生的eRNA來(lái)反映, 而這種生物特征可以在一段時(shí)間內(nèi)檢測(cè)到[22, 24]。因此, Yates[20]認(rèn)為eRNA技術(shù)能夠比eDNA技術(shù)以更高的檢測(cè)分辨率來(lái)更精確地反映物種的存在, 并提供物種存在與否之外的信息, 這個(gè)過(guò)程可以通過(guò)使用高特異性靶向分析檢測(cè)eRNA序列, 反映從環(huán)境樣品中檢測(cè)到產(chǎn)生的特異性或強(qiáng)烈上調(diào)的eRNA轉(zhuǎn)錄物相應(yīng)的生理狀態(tài)來(lái)實(shí)現(xiàn)。Tsuri等[35]的研究首次證明了eRNA技術(shù)具有提高檢測(cè)分辨率的能力, 研究通過(guò)斑馬魚eRNA的mRNA分型來(lái)確認(rèn)遺傳分子的組織來(lái)源, 發(fā)現(xiàn)一部分特定的靶向組織的mRNAs是在水中檢測(cè)到的eRNA的來(lái)源, 這進(jìn)一步證明了eRNA技術(shù)具有監(jiān)測(cè)水生脊椎動(dòng)物生理狀態(tài)的潛力。因此, eRNA技術(shù)有望通過(guò)檢測(cè)不同生理狀態(tài)特異性表達(dá)的mRNA分型來(lái)監(jiān)測(cè)生物個(gè)體的生理狀態(tài), 從而提高生物多樣性監(jiān)測(cè)的檢測(cè)分辨率, 以更好的進(jìn)行生態(tài)保護(hù), 進(jìn)一步實(shí)現(xiàn)資源可持續(xù)利用。

2 環(huán)境RNA技術(shù)的研究進(jìn)展

自2010年以來(lái), 隨著生物技術(shù)特別是高通量測(cè)序技術(shù)的飛速發(fā)展, 越來(lái)越多的研究利用eRNA技術(shù)監(jiān)測(cè)復(fù)雜的生態(tài)系統(tǒng)的不同生物的多樣性, 主要包括陸地以及水生生態(tài)系統(tǒng)等, 其中與水生生態(tài)系統(tǒng)有關(guān)的研究約占eRNA技術(shù)相關(guān)研究總數(shù)的89%[36-43](圖3)。

圖3 環(huán)境RNA研究統(tǒng)計(jì)

截至2022年7月, 相比于較為成熟并已投入實(shí)際應(yīng)用的eDNA技術(shù), 大多數(shù)評(píng)估eRNA技術(shù)對(duì)生物多樣性監(jiān)測(cè)的適用性的研究都是概念驗(yàn)證研究, 還有一部分是與eDNA技術(shù)進(jìn)行對(duì)比或作為傳統(tǒng)監(jiān)測(cè)方法和eDNA技術(shù)的補(bǔ)充方法進(jìn)行的實(shí)驗(yàn)研究。雖然eRNA技術(shù)主要用于監(jiān)測(cè)水生生態(tài)系統(tǒng)生物多樣性, 但其中多數(shù)研究主要集中在海洋沉積環(huán)境中的原核生物、微型真核生物等小型生物的多樣性監(jiān)測(cè)上, 而利用eRNA技術(shù)監(jiān)測(cè)海洋水體環(huán)境中的魚類等大型生物的生物多樣性的研究相對(duì)較少(圖4)。

圖4 以小型生物與大型真核生物為研究對(duì)象的環(huán)境RNA研究統(tǒng)計(jì)

2.1 環(huán)境RNA技術(shù)在小型生物多樣性監(jiān)測(cè)中的應(yīng)用

自2014年以來(lái), 許多研究將eRNA技術(shù)用于水生生態(tài)系統(tǒng)的沉積環(huán)境和水體環(huán)境中原核生物、微型真核生物等小型生物的多樣性監(jiān)測(cè)上, 并與基于eDNA技術(shù)和傳統(tǒng)的監(jiān)測(cè)方法所得數(shù)據(jù)進(jìn)行了比較, 以反映沉積物和水體中小型生物的多樣性受人類活動(dòng)的影響, 評(píng)估eRNA技術(shù)在監(jiān)測(cè)水生生態(tài)系統(tǒng)的生物多樣性方面的可行性。盡管一部分研究認(rèn)為, eDNA技術(shù)在進(jìn)行生物多樣性監(jiān)測(cè)方面的可行性與eRNA技術(shù)一致甚至更高[41, 44-47]。但更多研究發(fā)現(xiàn), eRNA技術(shù)在生物多樣性監(jiān)測(cè)方面有相較eDNA技術(shù)所特有的優(yōu)勢(shì), 因此能夠作為一種監(jiān)測(cè)水生生態(tài)系統(tǒng)的小型生物多樣性的有力工具(表1)。

表1 eRNA 技術(shù)應(yīng)用在小型生物群落監(jiān)測(cè)中的文獻(xiàn)統(tǒng)計(jì)

續(xù)表

在水生生態(tài)系統(tǒng)的沉積環(huán)境中, Pawlowski等[44, 50]和Pochon等[49]對(duì)海洋漁業(yè)養(yǎng)殖場(chǎng)沉積物中的有孔蟲進(jìn)行監(jiān)測(cè), 發(fā)現(xiàn)eRNA技術(shù)能夠更加強(qiáng)烈地檢測(cè)到有孔蟲物種豐富度隨著有機(jī)富集程度的增加而急劇下降; Pochon等[49]基于eRNA技術(shù)所推斷的不同流量養(yǎng)殖場(chǎng)之間的有孔蟲群落結(jié)構(gòu)與基于eDNA技術(shù)及傳統(tǒng)的監(jiān)測(cè)方法的所得結(jié)果一致, 且eRNA技術(shù)所得數(shù)據(jù)與各項(xiàng)生物指數(shù)及環(huán)境變量之間存在比eDNA技術(shù)更強(qiáng)的相關(guān)性; Laroche等[41, 46, 51]在監(jiān)測(cè)近海石油鉆井對(duì)有孔蟲群落影響的研究中發(fā)現(xiàn)eRNA技術(shù)所得數(shù)據(jù)與環(huán)境變量及空間梯度之間的相關(guān)性更強(qiáng), 且能夠更好地反映人類活動(dòng)對(duì)α多樣性的影響。Lejzerowicz等[48]監(jiān)測(cè)了蘇格蘭鮭魚養(yǎng)殖場(chǎng)中微型后生動(dòng)物的生物多樣性, 證明了基于eRNA技術(shù)推斷的生物指數(shù)能更好地反映與基于傳統(tǒng)監(jiān)測(cè)方法所得生物指數(shù)之間的相關(guān)性; Forster等[56]以纖毛蟲為研究對(duì)象, 發(fā)現(xiàn)基于eRNA技術(shù)的纖毛蟲群落監(jiān)測(cè)的分辨率比基于eDNA技術(shù)的更高; Huang等[61]在對(duì)黃海冷水團(tuán)內(nèi)外底棲微型真核生物群落結(jié)構(gòu)進(jìn)行調(diào)查的研究顯示, eRNA技術(shù)分析在監(jiān)測(cè)海洋底棲微型真核生物的空間分布方面具有很大優(yōu)勢(shì)。在水生生態(tài)系統(tǒng)的水體環(huán)境中, Marquardt等[52]和Meshram等[53]在監(jiān)測(cè)挪威西斯皮茨卑爾根島海水中的原生生物及微型藻類的生物多樣性研究中得出, eRNA技術(shù)能夠更好地反映微型真核生物群落中纖毛蟲類群的存在; Pochon等[54]對(duì)新西蘭附近碼頭的船艙壓載水樣品進(jìn)行調(diào)查, 發(fā)現(xiàn)基于eRNA技術(shù)與eDNA技術(shù)所得數(shù)據(jù)之間存在差異, 且更為突出地反映了纖毛蟲等微型后生動(dòng)物的生物多樣性。eRNA技術(shù)可以作為水生生態(tài)系統(tǒng)小型生物多樣性監(jiān)測(cè)的有效工具。

2.2 環(huán)境RNA技術(shù)在大型生物多樣性監(jiān)測(cè)中的應(yīng)用

eRNA技術(shù)的相關(guān)研究多聚焦于海洋、淡水沉積物中的小型生物多樣性的監(jiān)測(cè), 而以水生生態(tài)系統(tǒng)中的魚類等大型生物為研究對(duì)象的相關(guān)研究較少。但自2020年開(kāi)始, 一些利用eRNA技術(shù)來(lái)監(jiān)測(cè)水生生態(tài)系統(tǒng)中大型生物多樣性的研究證實(shí), 其可以作為eDNA技術(shù)的一種補(bǔ)充工具來(lái)監(jiān)測(cè)魚類等大型生物的群落結(jié)構(gòu)和物種多樣性(表2)。

表2 eRNA技術(shù)應(yīng)用在大型真核生物群落監(jiān)測(cè)中的研究統(tǒng)計(jì)

在水族箱實(shí)驗(yàn)的基礎(chǔ)上, Tsuri等[35]成功檢測(cè)了斑馬魚的6個(gè)特異性mRNA靶標(biāo); Miyata等[65]通過(guò)eRNA技術(shù)靶向在日本那珂河中采集的水樣中的線粒體12S rRNA基因, 成功地對(duì)魚類進(jìn)行了eRNA技術(shù)的分析, 結(jié)果顯示eRNA技術(shù)對(duì)環(huán)境中存在物種的檢測(cè)敏感性略高于eDNA技術(shù), 而陽(yáng)性預(yù)測(cè)性明顯高于eDNA技術(shù), 同時(shí), eRNA技術(shù)所得數(shù)據(jù)與傳統(tǒng)的實(shí)地調(diào)查所得物種豐度之間的相關(guān)性高于eDNA技術(shù), 因此, 可以得出eRNA技術(shù)具有更強(qiáng)的潛力來(lái)識(shí)別實(shí)際存在于采樣點(diǎn)的代謝活躍的魚類物種組合; Littlefair等[27]利用eRNA技術(shù)來(lái)調(diào)查加拿大IISD實(shí)驗(yàn)淡水湖區(qū)中采集的水樣, 研究成功確認(rèn)eRNA來(lái)源于魚類生物, 且實(shí)現(xiàn)了與eDNA技術(shù)相似的魚類物種檢測(cè)率, 甚至其檢測(cè)到的真陽(yáng)性率明顯更高, 說(shuō)明eRNA技術(shù)能夠準(zhǔn)確檢測(cè)到更多的已知存在于湖泊中的物種。因此, eRNA技術(shù)在監(jiān)測(cè)水生生態(tài)系統(tǒng)中包括魚類在內(nèi)的大型真核生物的多樣性方面是切實(shí)可行的。

2.3 環(huán)境RNA技術(shù)與環(huán)境DNA技術(shù)相結(jié)合

自2016年以來(lái), 大量研究對(duì)水生生態(tài)系統(tǒng)中的小型生物多樣性進(jìn)行監(jiān)測(cè), 證明了將eRNA技術(shù)與eDNA技術(shù)結(jié)合使用, 能夠監(jiān)測(cè)最近存在于研究區(qū)域的代謝活躍的生物類群, 有效改善eDNA技術(shù)所產(chǎn)生的假陽(yáng)性, 以提高檢測(cè)結(jié)果的準(zhǔn)確性。Meshram等[53]的研究顯示, 將二者結(jié)合使用可以解釋已識(shí)別分類群的代謝活性水平; Pochon等[54]在調(diào)查船舶壓載水樣品的研究中, 進(jìn)一步證實(shí)了eRNA技術(shù)能夠確定環(huán)境樣品中是否存在代謝活躍的生物體; Lejzerowicz等[62]監(jiān)測(cè)太平洋上克拉里昂-克利珀頓區(qū)深海底棲微型真核生物的生物多樣性, 結(jié)果表明eRNA技術(shù)可以更準(zhǔn)確地描繪深海群落在空間和時(shí)間上的斑塊性, 從而反映代謝活躍的、更短的時(shí)間尺度內(nèi)的生物多樣性。Laroche等[41, 46]研究表明, 結(jié)合eRNA技術(shù)和eDNA技術(shù)所得數(shù)據(jù)、建立共享數(shù)據(jù)集, 有望成為處理遺留DNA、減少假陽(yáng)性更為有效的方法; Greco等[64]監(jiān)測(cè)圍隔生態(tài)系統(tǒng)中鉻含量不同的沉積物中底棲有孔蟲群落所受的影響, 結(jié)果表明結(jié)合使用eRNA技術(shù)和eDNA技術(shù)有利于更準(zhǔn)確地捕捉生態(tài)影響; López- Escardó等[55]在基于eRNA技術(shù)調(diào)查歐洲六6個(gè)沿海地點(diǎn)采集的水柱和沉積物樣品的研究中發(fā)現(xiàn), 使用eRNA技術(shù)和eDNA技術(shù)所得的共享數(shù)據(jù)集能夠更好地監(jiān)測(cè)研究區(qū)域的生物多樣性。因此, eRNA技術(shù)有望成為eDNA技術(shù)的有力補(bǔ)充。

3 環(huán)境RNA技術(shù)存在的問(wèn)題及改進(jìn)措施

eRNA技術(shù)可以與eDNA技術(shù)優(yōu)勢(shì)互補(bǔ)、結(jié)合使用來(lái)提高監(jiān)測(cè)水生生態(tài)系統(tǒng)生物多樣性的準(zhǔn)確度, 但迄今為止, eRNA技術(shù)與eDNA技術(shù)仍然存在很多問(wèn)題亟待解決。因此, 將eRNA技術(shù)作為新型補(bǔ)充工具投入實(shí)際應(yīng)用還需要很多努力(表3)。

表3 eDNA和eRNA技術(shù)監(jiān)測(cè)生物多樣性的優(yōu)缺點(diǎn)總結(jié)

一方面, 相比于eDNA技術(shù), eRNA的快速降解使eRNA技術(shù)投入應(yīng)用的條件更為嚴(yán)格[54]。具體表現(xiàn)在eRNA技術(shù)在樣品采集、保存以及提取過(guò)程中, 為了確保能夠獲得足量的eRNA以用于下游分析, 需要付出比eDNA技術(shù)更多的成本和時(shí)間。在目前的研究中, 將樣品低溫保存或儲(chǔ)存在RNA保存液中通常是最大限度地減少現(xiàn)場(chǎng)采樣和實(shí)驗(yàn)室處理之間eRNA損失的方法。然而, 低溫保存以及RNA保存液昂貴的成本, 使得eRNA技術(shù)的實(shí)際應(yīng)用存在限制[70]。另一方面, 與eRNA的組成、來(lái)源、濃度等相關(guān)的問(wèn)題還沒(méi)有明確的結(jié)論, 且水生生態(tài)系統(tǒng)中eRNA釋放和降解的相關(guān)研究均是在封閉的水族箱中針對(duì)有限的目標(biāo)物種進(jìn)行的, 并不能完全還原自然環(huán)境對(duì)eRNA的影響, 也無(wú)法推斷各項(xiàng)研究結(jié)果之間存在差異甚至完全相反的原因[20]。

因此, 需要針對(duì)eRNA的敏感性來(lái)進(jìn)一步研究專門、廉價(jià)且能夠廣泛應(yīng)用的采樣、保存以及提取方法, 從而得到濃度高、穩(wěn)定性好的eRNA以用于下游分析。另外, 需要對(duì)eRNA自身存在的問(wèn)題及自然環(huán)境中不同物種的eRNA的釋放和降解進(jìn)行進(jìn)一步研究。

4 結(jié)論與展望

eRNA技術(shù)主要通過(guò)收集環(huán)境中的RNA片段來(lái)實(shí)現(xiàn)相關(guān)生物多樣性的監(jiān)測(cè)調(diào)查。作為一種新穎的分子技術(shù), 目前關(guān)于eRNA技術(shù)的研究大多是概念驗(yàn)證和實(shí)驗(yàn)性研究。在研究對(duì)象上, 目前基于eRNA技術(shù)的研究多集中于水生生態(tài)系統(tǒng)沉積環(huán)境中的原生生物等小型生物, 而有關(guān)水生生態(tài)系統(tǒng)中水體環(huán)境中的魚類等大型真核生物的研究相對(duì)較少; 在全球范圍內(nèi), 目前基于eRNA技術(shù)監(jiān)測(cè)水生生態(tài)系統(tǒng)生物多樣性的研究主要集中在新西蘭、日本、加拿大等發(fā)達(dá)國(guó)家, 而國(guó)內(nèi)基于eRNA技術(shù)的相關(guān)研究相對(duì)空缺。但eRNA技術(shù)具有不容忽視的應(yīng)用價(jià)值, 在未來(lái)仍需國(guó)內(nèi)外的科研工作者們進(jìn)一步開(kāi)展相關(guān)研究, 特別是對(duì)海洋水體環(huán)境中的魚類等大型真核生物多樣性的研究, 以充分發(fā)揮eRNA技術(shù)的優(yōu)勢(shì)和潛力, 為海洋生物多樣性監(jiān)測(cè)提供理論支持和技術(shù)手段。

目前, 將eRNA技術(shù)投入實(shí)際應(yīng)用還需要解決很多問(wèn)題。第一, 需要進(jìn)一步對(duì)生物所釋放的eRNA在自然環(huán)境中的可檢測(cè)性進(jìn)行確定; 第二, 需要標(biāo)準(zhǔn)化eRNA技術(shù)的采集方法; 第三, 需要進(jìn)一步解決eRNA本身所存在的問(wèn)題。eRNA技術(shù)的投入使用將有望準(zhǔn)確監(jiān)測(cè)最近存在于研究區(qū)域的代謝活躍的生物類群的生物多樣性, 減少eDNA技術(shù)帶來(lái)的假陽(yáng)性, 傳遞生物個(gè)體生理狀態(tài)、環(huán)境壓力響應(yīng)和繁殖狀態(tài)信息, 提高實(shí)際應(yīng)用中的檢測(cè)分辨率, 從而實(shí)現(xiàn)高靈敏度分析, 這有助于更準(zhǔn)確地監(jiān)測(cè)人類活動(dòng)造成的環(huán)境擾動(dòng)并為生態(tài)保護(hù)和資源可持續(xù)提供新的信息。但應(yīng)當(dāng)注意的是, eRNA技術(shù)并不能完全替代eDNA技術(shù), 應(yīng)將二者結(jié)合應(yīng)用, 優(yōu)勢(shì)互補(bǔ), 以有效減少誤差的出現(xiàn), 提高研究的準(zhǔn)確性, 在水生生態(tài)系統(tǒng)生物多樣性監(jiān)測(cè)方面共同發(fā)揮作用。

[1] Zizka V M A, Koschorreck J, Khan C C, et al. Long-term archival of environmental samples empowers biodiversity monitoring and ecological research[J]. Environmental Sciences Europe, 2022, 34(1): 40.

[2] Ficetola G F, Miaud C, Pompanon F, et al. Species detection using environmental DNA from water samples[J]. Biology Letters, 2008, 4(4): 423-425.

[3] Rees H C, Maddison B C, Middleditch D J, et al. The detection of aquatic animal species using environmental DNA-a review of eDNA as a survey tool in ecology[J]. Journal of Applied Ecology, 2014, 51(5): 1450-1459.

[4] Darling J A, Galil B S, Carvalho G R, et al. Recommendations for developing and applying genetic tools to assess and manage biological invasions in marine ecosystems[J]. Marine Policy, 2017, 85: 54-64.

[5] Zhang H, Yoshizawa S, Iwasaki W, et al. Seasonal fish assemblage structure using environmental DNA in the Yangtze Estuary and its adjacent waters[J]. Frontiers in Marine Science, 2019, 6: 515.

[6] Diao C Y, Jia H, Guo S J, et al. Biodiversity exploration in autumn using environmental DNA in the South China sea[J]. Environmental Research, 2022, 204: 112357.

[7] Salter I, Joensen M, Kristiansen R, et al. Environmental DNA concentrations are correlated with regional biomass of Atlantic cod in oceanic waters[J]. Communications Biology, 2019, 2: 461.

[8] Barnes M A, Turner C R, Jerde C L, et al. Environmental conditions influence eDNA persistence in aquatic systems[J]. Environmental Science & Technology, 2014, 48(3): 1819-1827.

[9] Dejean T, Valentini A, Duparc A, et al. Persistence of environmental DNA in freshwater ecosystems[J]. PloS One, 2011, 6(8): e23398.

[10] Goldberg C S, Sepulveda A, Ray A, et al. Environmental DNA as a new method for early detection of New Zealand mudsnails ()[J]. Freshwater Science, 2013, 32(3): 792-800.

[11] Thomsen P F, Kielgast J, Iversen L L, et al. Monitoring endangered freshwater biodiversity using environmental DNA[J]. Molecular Ecology, 2012, 21(11): 2565-2573.

[12] Deiner K, Altermatt F. Transport distance of invertebrate environmental DNA in a natural river[J]. PloS One, 2014, 9(2): e88786.

[13] Shogren A J, Tank J L, Andruszkiewicz E, et al. Controls on eDNA movement in streams: Transport, retention, and resuspension[J]. Scientific Reports, 2017, 7: 5065.

[14] Cristescu M E, Hebert P D N. Uses and misuses of environmental DNA in biodiversity science and conservation[J]. Annual Review of Ecology Evolution and Systematics, 2018, 49(1): 209-230.

[15] Cristescu M E. Can environmental RNA revolutionize biodiversity science?[J]. Trends in Ecology & Evolution, 2019, 34(8): 694-697.

[16] Torti A, Lever M A, Jorgensen B B. Origin, dynamics, and implications of extracellular DNA pools in marine sediments[J]. Marine Genomics, 2015, 24: 185-196.

[17] Orsi W, iddle J F, Edgcomb V. Deep sequencing of subseafloor eukaryotic rRNA reveals active Fungi across marine subsurface provinces[J]. PloS One, 2013, 8(2): e56335.

[18] Li Y F, Breaker R R. Kinetics of RNA degradation by specific base catalysis of transesterification involving the 2’-hydroxyl group[J]. Journal of the American Chemical Society, 1999, 121(23): 5364-5372.

[19] Chee T S, Chin Y B. DNA, RNA, and protein extraction: The past and the present[J]. Journal of Biomedicine & Biotechnology, 2009, 2009: 574398.

[20] Yates M C, Derry A M, Cristescu M E. Opinion environmental RNA: A revolution in ecological resolution?[J]. Trends in Ecology & Evolution, 2021, 36(7): 601-609.

[21] Von Ammon U, Wood S A, Laroche O, et al. Linking environmental DNA and RNA for improved detection of the marine invasive fanworm[J]. Frontiers in Marine Science, 2019, 6: 00621.

[22] Wood S A, Biessy L, Latchford J L, et al. Release and degradation of environmental DNA and RNA in a marine system[J]. Science of the Total Environment, 2020, 704: 135314.

[23] Mérou N, Lecadet C, Pouvreau S, et al. An eDNA/eRNA-based approach to investigate the life cycle of non-cultivable shellfish micro-parasites: the case of, a parasite of the European flat oyster[J]. Microbial Biotechnology, 2020, 13(6): 1807-1818.

[24] Marshall N T, Vanderploeg H A, Chaganti S R. Environmental (e)RNA advances the reliability of eDNA by predicting its age[J]. Scientific Reports, 2021, 11(1): 2769.

[25] Qian T Y, Shan X J, Wang W J, et al. Effects of temperature on the timeliness of eDNA/eRNA: A case study of[J]. Water, 2022, 14(7): 1155.

[26] Kagzi K, Hechler R M, Fussmann G F, et al. Environmental RNA degrades more rapidly than environmental DNA across a broad range of pH conditions[J]. Molecular Ecology Resources, 2022, 22(7): 2640-2650.

[27] Littlefair J E, Rennie M D, Cristescu M E. Environmental nucleic acids: A field-based comparison for monitoring freshwater habitats using eDNA and eRNA[J]. Molecular Ecology Resources, 2022, 22(8): 2928-2940.

[28] Sigsgaard E E, Jensen M R, Winkelmann I E, et al. Population-level inferences from environmental DNA-Current status and future perspectives[J]. Evolutionary Applications, 2020, 13(2): 245-262.

[29] Tom M, Auslander M. Transcript and protein environmental biomarkers in fish—a review[J]. Chemosphere, 2005, 59(2): 155-162.

[30] Raftos D A, Melwani A R, Haynes P A, et al. The biology of environmental stress: molecular biomarkers in Sydney rock oysters ()[J]. Environmental Science-Processes & Impacts, 2016, 18(10): 1359-1359.

[31] Akbarzadeh A, Gnther O, Houde A L, et al. Developing specific molecular biomarkers for thermal stress in salmonids[J]. BMC Genomics, 2018, 19(1): 749.

[32] Debes P V, Normandeau E, Fraser D J, et al. Differences in transcription levels among wild, domesticated, and hybrid Atlantic salmon () from two environments[J]. Molecular Ecology, 2012, 21(11): 2574-2587.

[33] Spanier K I, Mieke J, Ellen D, et al. Conserved transcription factors steer growth-related genomic programs in daphnia[J]. Genome Biology & Evolution, 2017, 9(6): 1821-1842.

[34] Watanabe Y, Tanaka R, Kobayashi H, et al. Metamorphosis-dependent transcriptional regulation of, a noveltype I keratin gene[J]. Developmental Dynamics, 2002, 225(4): 561-570.

[35] Tsuri K, Ikeda S, Hirohara T, et al. Messenger RNA typing of environmental RNA (eRNA): A case study on zebrafish tank water with perspectives for the future development of eRNA analysis on aquatic vertebrates[J]. Environmental DNA, 2020, 3(1): 14-21.

[36] Pareek C S, Smoczynski R, Tretyn A. Sequencing technologies and genome sequencing[J]. Journal of Applied Genetics, 2011, 52(4): 413-435.

[37] Soon W W, Hariharan M, Snyder M P. High-throughput sequencing for biology and medicine[J]. Molecular Systems Biology, 2013, 9: 640.

[38] Adrian-Kalchhauser I, Burkhardt-Holm P. An eDNA assay to monitor a globally invasive fish species from flowing freshwater[J]. PloS One, 2016, 11(1): e0147558.

[39] Clusa L, Ardura A, Gower F, et al. An easy phylogenetically informative method to trace the globally invasivemud snail from River’s eDNA[J]. PloS One, 2016, 11(10): e0162899.

[40] Eichmiller J J, Bajer P G, Sorensen P W. The Relationship between the distribution of common carp and their environmental DNA in a small lake[J]. PloS One, 2014, 9(11): e112611.

[41] Laroche O, Wood S A, Tremblay L A, et al. Metabarcoding monitoring analysis: the pros and cons of using co-extracted environmental DNA and RNA data to assess offshore oil production impacts on benthic communities[J]. Peerj, 2017, 5: e3347.

[42] Stoeckle M Y, Soboleva L, Charlop- Powers Z. Aquatic environmental DNA detects seasonal fish abundance and habitat preference in an urban estuary[J]. PloS One, 2017, 12(4): e0175186.

[43] Wood S A, Pochon X, Ming W, et al. Considerations for incorporating real-time PCR assays into routine marine biosecurity surveillance programmes: a case study targeting the Mediterranean fanworm () and club tunicate ()[J]. Genome, 2019, 62(3): 137-146.

[44] Pawlowski J, Esling P, Lejzerowicz F, et al. Environmental monitoring through protist next-generation sequencing metabarcoding: assessing the impact of fish farming on benthic foraminifera communities[J]. Molecular Ecology Resources, 2014, 14(6): 1129-1140.

[45] Guardiola M, Wangensteen O S, Taberlet P, et al. Spatio-temporal monitoring of deep-sea communities using metabarcoding of sediment DNA and RNA[J]. Peerj, 2016, 4: e2807.

[46] Laroche O, Wood S A, Tremblay L A, et al. A cross-taxa study using environmental DNA/RNA metabarcoding to measure biological impacts of offshore oil and gas drilling and production operations[J]. Marine Pollution Bulletin, 2018, 127: 97-107.

[47] Keeley N, Wood S A, Pochon X. Development and preliminary validation of a multi-trophic metabarcoding biotic index for monitoring benthic organic enrichment[J]. Ecological Indicators, 2018, 85: 1044-1057.

[48] Lejzerowicz F, Esling P, Pillet L, et al. High-throughput sequencing and morphology perform equally well for benthic monitoring of marine ecosystems[J]. Scientific Reports, 2015, 5: 13932.

[49] Pochon X, Wood S A, Keeley N B, et al. Accurate assessment of the impact of salmon farming on benthic sediment enrichment using foraminiferal metabarcoding[J]. Marine Pollution Bulletin, 2015, 100(1): 370-382.

[50] Pawlowski J, Esling P, Lejzerowicz F, et al. Benthic monitoring of salmon farms in Norway using foraminiferal metabarcoding[J]. Aquaculture Environment Interactions, 2016, 8: 371-386.

[51] Laroche O, Wood S A, Tremblay L A, et al. First evaluation of foraminiferal metabarcoding for monitoring environmental impact from an offshore oil drilling site[J]. Marine Environmental Research, 2016, 120: 225-235.

[52] Marquardt M, Vader A, Stubner E I, et al. Strong seasonality of marine microbial eukaryotes in a high-Arctic fjord (Isfjorden, in West Spitsbergen, Norway)[J]. Applied and Environmental Microbiology, 2016, 82(6): 1868-1880.

[53] Meshram A R, Vader A, Kristiansen S, et al. Microbial eukaryotes in an Arctic under-ice spring bloom north of Svalbard[J]. Frontiers in Microbiology, 2017, 8: 1099.

[54] Pochon X, Anastasija Z, Fletcher L M, et al. Wanted dead or alive? Using metabarcoding of environmental DNA and RNA to distinguish living assemblages for biosecurity applications[J]. PloS One, 2017, 12(11): e0187636.

[55] López-EscardóD, Paps J, Vargas C D, et al. Metabarcoding analysis on European coastal samples reveals new molecular metazoan diversity[J]. Scientific Reports, 2018, 8: 9106.

[56] Forster D, Filker S, Kochems R, et al. A comparison of different ciliate metabarcode genes as bioindicators for environmental impact assessments of salmon aquaculture[J]. Journal of Eukaryotic Microbiology, 2019, 66(2): 294-308.

[57] Brandt M I, Trouche B, Henry N, et al. An assessment of environmental metabarcoding protocols aiming at favoring contemporary biodiversity in inventories of deep-sea communities[J]. Frontiers in Marine Science, 2020, 7: 234.

[58] Broman E, Bonaglia S, Norkko A, et al. High throughput shotgun sequencing of eRNA reveals taxonomic and derived functional shifts across a benthic productivity gradient[J]. Molecular Ecology, 2021, 30(13): 3023-3039.

[59] Kitahashi T, Sugime S, Inomata K, et al. Meiofaunal diversity at a seamount in the pacific ocean: A comprehensive study using environmental DNA and RNA[J]. Deep Sea Research Part I: Oceanographic Research Papers, 2020, 160: 103253.

[60] Iburg S, Nybom I, Bonaglia S, et al. Organic contaminant mixture significantly changes microbenthic community structure and increases the expression of PAH degradation genes[J]. Frontiers in Environmental Science, 2020, 8: 128.

[61] Huang P P, Zhao F, Xu K D, et al. Are marine benthic microeukaryotes different from macrobenthos in terms of regional geographical distribution? New insights revealed by RNA metabarcoding[J]. Continental Shelf Research, 2020, 209: 104255.

[62] Lejzerowicz F, Gooday A J, Angeles I B, et al. Eukaryotic biodiversity and spatial patterns in the Clarion-Clipperton Zone and other abyssal regions: Insights from sediment DNA and RNA metabarcoding[J]. Frontiers in Marine Science, 2021, 8: 671033.

[63] Pearman J K, Biessy L, Howarth J D, et al. Deciphering the molecular signal from past and alive bacterial communities in aquatic sedimentary archives[J]. Molecular Ecology Resources, 2022, 22(3): 877-890.

[64] Greco M, Lejzerowicz F, Reo E, et al. Environmental RNA outperforms eDNA metabarcoding in assessing impact of marine pollution: A chromium-spiked mesocosm test[J]. Chemosphere, 2022, 298: 134239.

[65] Miyata K, Inoue Y, Amano Y, et al. Fish environmental RNA enables precise ecological surveys with high positive predictivity[J]. Ecological Indicators, 2021, 128: 107796.

[66] Hirai J, Hidaka K, Nagai S, et al. DNA/RNA metabarcoding and morphological analysis of epipelagic copepod communities in the Izu Ridge off the southern coast of Japan[J]. Ices Journal of Marine Science, 2021, 78(9): 3444-3456.

[67] Brand S C, Jeffs A G, Von Ammon U, et al. Assessing the presence, settlement and growth of the invasive Mediterranean fanworm,, on mussel farms[J]. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology, 2022, 554: 151767.

[68] 刁曹鋆, 王聞, 線薇薇, 等. 環(huán)境DNA技術(shù)在漁業(yè)資源生物量評(píng)估中的研究進(jìn)展: 現(xiàn)狀與展望[J]. 海洋科學(xué), 2022, 46(2): 135-144. DIAO Caoyun, WANG Wen, XIAN Weiwei, et al. Role of the environmental DNA technology application in the biomass assessment of the fishery resource: current status and future perpectives[J]. Marine Sciences, 2022, 46(2): 135-144.

[69] 張輝, 線薇薇. 環(huán)境DNA在生態(tài)保護(hù)和監(jiān)測(cè)中的應(yīng)用[J]. 海洋科學(xué), 2020, 44(7): 96-102. ZHANG Hui, XIAN Weiwei. Application of environmental DNA technology in ecological conservation and monitoring[J]. Marine Sciences, 2020, 44(7): 96-102.

[70] Bowers H A, Pochon X, Von Ammon U, et al. Towards the optimization of eDNA/eRNA sampling technologies for marine biosecurity surveillance[J]. Water, 2021, 13(8): 1113.

Application of environmental RNA technology in biodiversity monitoring of the aquatic ecosystem

LI Wen-qiong1, 3, DAI Shu-qin1, ZHANG Hui1, 2, 3, XIAN Wei-wei1, 2

(1. CAS Key Laboratory of Marine Ecology and Environmental Sciences, Institute of Oceanology, Chinese Academy of Sciences, Qingdao 266071, China; 2. Laboratory for Marine Ecology and Environmental Science, Pilot National Laboratory for Marine Science and Technology (Qingdao), Qingdao 266237, China; 3. University of Chinese Academy of Sciences, Beijing 100049, China)

The continuous increase in human activities worldwide has caused a loss of aquatic biodiversity and a dramatic change in the aquatic community structure. Therefore, accurate and reliable biodiversity monitoring is essential for ecological conservation and sustainable resource use to determine species abundance and community structure in target areas. Environmental DNA (eDNA) technology is a new and noninvasive monitoring method that is rapidly developing. However, eDNA technology is prone to false positives, which lead to inaccurate real-time biodiversity monitoring that is still widespread. Owing to its rapid degradation, environmental RNA (eRNA) is potentially less prone to false positives than eDNA. This paper summarized the feasibility of eRNA in biodiversity monitoring of the aquatic ecosystem, primarily focusing on its detectability and potential to improve detection resolution in the aquatic ecosystem. Furthermore, the current research progress in the field of eRNA was also summarized. Finally, the current challenges associated with using eRNA were discussed, and a possible future research direction was proposed. This paper can provide a valuable reference for the practical application of eRNA in biodiversity monitoring, ecological conservation, and sustainable use of resources in aquatic ecosystems in the future.

environmental RNA; biodiversity, ecological monitoring; ecological conservation

Nov. 1, 2022

[National Key Research and Development Project of China, No. 2022YFE0112800; National Natural Science Foundation of China, No. 42111540159; Youth Innovation Promotion Association CAS, No. 2020211]

P735

A

1000-3096(2023)8-0090-11

10.11759/hykx20221101002

2022-11-01;

2022-12-02

國(guó)家重點(diǎn)研發(fā)計(jì)劃項(xiàng)目(2022YFE0112800); 國(guó)家自然科學(xué)基金(42111540159); 中國(guó)科學(xué)院青年創(chuàng)新促進(jìn)會(huì)(2020211)

李文瓊(1999—), 女, 山東泰安人, 碩士研究生, 主要研究方向?yàn)闈O業(yè)生態(tài), E-mail: liwenqiong@qdio.ac.cn; 張輝(1986—), 通信作者, 男, 山東安丘人, 研究員, 主要研究方向?yàn)闈O業(yè)生態(tài), E-mail: zhanghui@qdio.ac.cn

(本文編輯: 趙衛(wèi)紅)