王 鵬，劉 靜，韓 晶，馬 雪，李 楊，郭 麗

（綏化學(xué)院食品與制藥工程學(xué)院，黑龍江 綏化 152061）

玉木耳（Auricularia cornea Ehrenb.）是近年來吉林農(nóng)業(yè)大學(xué)李玉院士團隊從毛木耳（Auricularia polytricha）菌株選育獲得的，具有穩(wěn)定遺傳特征的天然變異品種[1]。玉木耳子實體為白色，營養(yǎng)豐富，作為優(yōu)質(zhì)高產(chǎn)新品種在全國廣泛推廣。玉木耳是藥食同源的食用菌，其中天然高分子化合物多糖發(fā)揮良好的藥理作用，玉木耳中多糖含量約為7%左右[2-3]。研究發(fā)現(xiàn)玉木耳多糖具有良好的抗氧化、抗炎抗腫瘤、保肝、抑菌作用[4-7]，因而引起了越來越多學(xué)者的興趣。

近年來，對玉木耳多糖的研究主要集中在玉木耳多糖的提取優(yōu)化、結(jié)構(gòu)表征，玉木耳多糖與食品成分間相互作用和功能活性，以及功能食品研究等方面。吳玉柱等[3]采用超聲波輔助法優(yōu)化提取具有良好抗氧化活性的玉木耳多糖，得率為7.43%；張蕾等[5]采用超聲輔助醇提法獲得含量為9.75%的玉木耳多糖；王銀平[8]采用熱水浸提和超聲輔助法分別提取玉木耳多糖，使用DEAE-纖維素DE-52離子交換柱和Sepharose CL-6B凝膠柱對玉木耳多糖進行分離純化和結(jié)構(gòu)表征分析。李妍等[9]研究發(fā)現(xiàn)玉木耳多糖的添加使玉米淀粉-多糖復(fù)配體系具有較好的穩(wěn)定性和抗氧化性，玉木耳多糖的添加可提高體系淀粉的有序結(jié)構(gòu)，使凝膠結(jié)構(gòu)均勻致密。劉巖、金鳳石[10-11]研發(fā)出具有抗運動疲勞的玉木耳飲料，該飲料可明顯延長小鼠負重游泳時間。曹玉春等[6]研究發(fā)現(xiàn)玉木耳提取物對H22荷瘤小鼠體內(nèi)抗腫瘤作用效果顯著。羅敬文[7]采用水提醇沉法獲得玉木耳、黑木耳和毛木耳多糖，相同提取條件下，玉木耳多糖提取率最高為13.87%，獲得的玉木耳多糖對金黃色葡萄球菌和枯草芽孢桿菌有較好的抑制作用，同時具有顯著的抗氧化能力。另有試驗研究表明玉木耳多糖具有抗氧化活性[3，5，7，12]，但其在動物體內(nèi)是否具有抗氧化作用還未見報道。

體外消化系統(tǒng)模型被廣泛應(yīng)用于食品或藥品在消化道中運行狀態(tài)及消化特性的研究，通過將物質(zhì)依次暴露于模擬的口腔、胃和小腸條件下，模擬食物成分在人體消化道中的運輸過程[13]。大量研究報道表明山藥、海帶等植物多糖經(jīng)體外模擬胃腸消化后具有抗氧化活性[14-16]。因此，通過模擬唾液、胃腸消化系統(tǒng)，研究玉木耳多糖消化行為和抗氧化活性變化，以期為玉木耳多糖的腸道功效奠定理論基礎(chǔ)，為指導(dǎo)利用玉木耳等食用菌多糖進行抗氧化食品開發(fā)提供理論依據(jù)。

1 材料與方法

1.1 材料與儀器

玉木耳干品，吉林農(nóng)大玉木耳合作社；胃蛋白酶（300 000 U·g-1）、胰酶（8 000 U·g-1）、豬膽鹽（純度≥98%）、胰蛋白酶（250 000 U·g-1），上海生工生物工程有限公司；胃脂肪酶（30 000 U·g-1），日本天野酶制劑株式會社；ABTS[2，2-聯(lián)氮-二（3-乙基-苯并噻唑-6-磺酸二銨鹽]、TPTZ[2，4，6-三 （2-吡啶基） 三嗪]、1，1-苯基-2-三硝基苯肼（DPPH）、3，5-二硝基水楊酸（DNS），上海阿拉丁試劑有限公司；可溶性淀粉，天津市瑞金特化學(xué)品有限公司。

KQ-600D型數(shù)控超聲波清洗機，昆山市超聲儀器有限公司；752型紫外可見分光光度計，上海析譜儀器有限公司；80-2B型離心機，湖南星科科學(xué)儀器有限公司；FW135型高速萬能粉碎機，天津市泰斯特儀器有限公司；SHZ-D（Ⅲ） 型循環(huán)水式真空泵，上?？旗Z儀器設(shè)備有限公司；FD-27真空冷凍干燥機，北京德天佑科技發(fā)展有限公司；HL-2恒流泵，上海青浦滬西儀器廠；RE-52AA旋轉(zhuǎn)蒸發(fā)器，上海亞榮生化儀器廠。

1.2 試驗方法

1.2.1 玉木耳多糖的提取方法

參照郭國麗[17]的方法，進行一定的改進。將玉木耳粉碎后用60目的篩網(wǎng)過篩，用60倍體積的蒸餾水浸泡12 h，在100℃水浴中密封浸提3 h，在浸提過程中用電動攪拌機（200 r·min-1）攪拌，期間用水補足至初始體積；將浸提后的玉木耳全液進行抽濾，置于離心機中離心 （4 000 r·min-1，10 min），收集上清液，沉淀再次浸提，反復(fù)浸提3次。將3次所得上清液匯總后于旋轉(zhuǎn)蒸發(fā)器（50℃）中濃縮到原體積的1/3。

將濃縮液與3倍體積乙醇（95%） 混勻置于4℃放置 12 h，離心 （5 000 r·min-1，10 min） 后得到沉淀，用去離子水將沉淀混合溶解后置于-20℃預(yù)凍；最后將預(yù)凍好的混合物放在真空冷凍干燥機中凍干（-70℃，1 Pa） 28 h，得到玉木耳多糖。

1.2.2 模擬唾液消化多糖

參照參考文獻[18]，進行人體口腔唾液的采集。選擇3位沒有慢性疾病且4個月內(nèi)沒有服用過抗生素類藥物的志愿者，在收集唾液之前確保志愿者沒有進食與喝水。首先志愿者先用少量的去離子水漱口3次，使口腔內(nèi)的pH保持中性，吐出的第1次唾液舍棄不用；給志愿者1個帶有刻度的試管，讓志愿者以每30秒吐1次的頻率向試管中吐唾液15 mL；采集到唾液后將其放入離心機（5 000 r·min-1，10 min）中，去除細胞組織，采集上清液置于-20℃條件下保存?zhèn)溆谩?/p>

唾液淀粉酶活性的測定[19]：用磷酸緩沖液（pH 6.5） 配制2%的可溶性淀粉溶液，煮沸后取20 mL溶液，向其中加入80 mL蒸餾水稀釋，加熱至37℃，加入2 mL的唾液混勻，取0.3 mL混合液與0.3 mL的1%的碘液混合，觀察混合液的顏色變化。每隔10 s進行1次觀察，直到藍色完全消失。唾液中淀粉酶活性（D，U·mL-1）計算公式為：

式中：v為唾液的體積（mL）；n為藍色消失的時間 （s）

模擬唾液消化[20]：配制2 mg·mL-1玉木耳多糖溶液，溶解至無顆粒（可加熱至40℃）。取3支帶有刻度的試管，標注好A組、B組、C組。A組（空白對照）：唾液2 mL與蒸餾水2 mL；B組（消化前）：多糖溶液2 mL與蒸餾水2 mL；C組（消化后）：唾液2 mL與多糖溶液2 mL。將試管放入37℃的恒溫水浴鍋中孵育5 min，再置于沸水中滅酶5 min測其各項指標。

1.2.3 模擬胃部消化多糖

胃液的配制[21]：預(yù)配制胃電解質(zhì)溶液2 L，其中包 括 2.2 g KCl、 6.2 g NaCl、 0.3 g CaCl2、 1.2 g NaHCO3。用HCl（0.1 mol·L-1）將胃電解質(zhì)溶液的pH調(diào)到3。取1 500 mL的胃電解質(zhì)溶液，向其中加入350 mg的胃脂肪酶、350 mg的胃蛋白酶和3 mL CH3COONa （1 mol·L-1、pH 5） 溶液，攪拌均勻后用0.1 mol·L-1的HCl將pH調(diào)至3，胃液配制完成。

模擬胃部消化[22]：配制2 mg·mL-1玉木耳多糖溶液，溶解至無顆粒（可加熱至40℃），將溶液放在磁力攪拌器上，在37℃條件下連續(xù)攪拌，同時以0.56 mL·min-1的速度向多糖溶液中恒速泵入胃液，并且用0.1 mol·L-1的HCl將多糖溶液pH控制在3。于消化過程中的0、1 h、2 h、3 h、4 h、5 h、6 h時測定其各項指標。

1.2.4 模擬腸道消化多糖

腸液的配制[21]：預(yù)配制腸電解質(zhì)溶液1 L，其中包括KCl 0.65 g、NaCl 5.4 g、CaCl20.33 g，用NaOH（0.1 mol·L-1）將腸電解質(zhì)溶液的pH調(diào)至7。配制7%胰酶溶液和4%膽酸鹽溶液，取500 g腸電解質(zhì)溶液，向其中加入0.13 g胰蛋白酶、500 g胰酶溶液、1 000 g膽酸鹽溶液，混勻后用NaOH（0.1 mol·L-1）將pH調(diào)至7，腸液配制完成。

模擬腸道消化[22]：取經(jīng)胃部消化后的多糖溶液放于燒杯中，將燒杯置于37℃的磁力攪拌器上連續(xù)攪拌，并同時以0.56 mL·min-1的速度向多糖溶液中連續(xù)恒速的泵入腸液，用1 mol·L-1的NaHCO3將多糖溶液的pH控制在7。于消化過程中的0、1 h、2 h、3 h、4 h、5 h、6 h時測定其各項指標。

1.3 測定方法

1.3.1 還原糖含量測定

采用3，5-二硝基水楊酸（DNS） 法測定還原糖含量。取1 mL多糖溶液加入0.75 mL的DNS溶液，沸水浴5 min后取出，冷卻到室溫，用蒸餾水補至5 mL后震蕩搖勻，于540 nm下測定其吸光度。

1.3.2 多糖含量測定

采用苯酚硫酸法測定多糖含量。取1 mL多糖稀釋液加入1 mL苯酚（5%） 和5 mL硫酸，靜置10 min，在30℃恒溫水浴鍋中反應(yīng)20 min，于490 nm下測定其吸光度。

1.3.3 抗氧化活性的測定

ABTS自由基清除能力測定：將25 mL的ABTS（7 mmol·L-1）溶液與25 mL的過硫酸鉀（2.45 mmol·L-1）溶液混合避光放置16 h～24 h得到ABTS反應(yīng)液，用磷酸緩沖液（pH 7.4） 將ABTS反應(yīng)液稀釋，在分光光度計中測其吸光度值的范圍在0.70±0.02則為合格；0.03 mL多糖溶液加入3 mL的ABTS反應(yīng)液，在20℃下反應(yīng)6 min，于734 nm下測定其吸光度；ABTS自由基清除率（I，%）計算公式：

式中：A0為空白對照組吸光度（pH 7.4磷酸緩沖液）；As為消化后的多糖溶液反應(yīng)后的吸光度。

FRAP亞鐵離子還原能力測定：醋酸-醋酸鈉緩沖液（0.3 mol·L-1、pH 3.6）、鹽酸（40 mmol·L-1）配制的TPTZ（10 mml·L-1）及超純水配制的FeCl3（20 mmol·L-1）溶液，將以上3種溶液按照體積比10∶1∶1混合后制得FRAP溶液。0.1 mL多糖溶液加入1.8 mL FRAP，再加入3.1 mL去離子水，在20℃下反應(yīng)8 min，于593 nm下測定其吸光度；FRAP亞鐵離子還原能力（A）計算公式：

式中：As為消化后的多糖溶液反應(yīng)后的吸光度；A0為空白對照組吸光度。

DPPH自由基清除能力：樣品組Ai為2 mL消化后的多糖溶液與2 mL的DPPH溶液充分混合；空白組Aj為2 mL消化后的多糖溶液與2 mL無水乙醇充分混合；對照組Ac為2 mL去離子水與2 mL的DPPH溶液充分混合?；旌虾蟮娜芤毫⒓从梅止夤舛扔嬙?17 nm下測定其吸光度值，之后放在避光處30 min后測定吸光度。DPPH自由基清除率（I，%）計算公式為：

羥自由基清除能力：對照組Ap為取2 mL磷酸緩沖液（0.2 mol·L-1）加入1.0 mL去離子水后，加入1.0 mL的FeSO4（0.75 mol·L-1），隨后再加入1.0 mL的H2O2（0.01%） 震蕩1 min，最后加入1.0 mL鄰菲羅啉；空白組Ab為取2 mL磷酸緩沖液（0.2 mol·L-1）加入1.0 mL去離子水，以及1.0 mL FeSO4（0.75 mol·L-1）后，再加入1.0 mL去離子水震蕩1 min，最后加入1.0 mL鄰菲羅啉；樣品組As為取2 mL磷酸緩沖液（0.2 mol·L-1）加入1.0 mL消化后的多糖溶液，加入1.0 mL的FeSO4（0.75 mol·L-1），再加入1.0 mL的H2O2（0.01%） 后震蕩1 min，最后加入1.0 mL鄰菲羅啉。用分光光度計在波長536 nm下測定其吸光度值。羥自由基清除率（d，%）計算公式：

1.4 數(shù)據(jù)處理

所有試驗數(shù)據(jù)均采用SPSS 19.0統(tǒng)計軟件分析，每組試驗重復(fù)3次，數(shù)據(jù)結(jié)果以平均值±SD的方式表示。采用ANOVA進行鄧肯氏多重差異分析。

2 結(jié)果與分析

2.1 模擬唾液消化時玉木耳多糖含量及抗氧化活性變化

2.1.1 模擬唾液消化玉木耳還原糖、多糖含量變化

口腔是消化道的起始部分，各類食物經(jīng)過口腔的咀嚼以及唾液的分泌，可將其分解成小塊，使食物更有利于胃腸的消化吸收。唾液則是食物接觸到人體的第一種消化液，人唾液組成成分存在個體差異，但存在一定的范圍。還原糖是一種具有還原性的糖類，由于多糖容易聚集成聚合物，而聚合物的破裂或者是分子鏈之間的糖苷鍵斷裂會使多糖被還原成還原糖。針對玉木耳多糖在唾液消化前后多糖含量的變化進行分析，試驗所用唾液的淀粉酶活性為181.17 U·mL-1，結(jié)果見圖1。

如圖1所示，在唾液消化前后，玉木耳還原糖含量有所差別，與B組（消化前）相比，C組（消化后） 中玉木耳還原糖含量顯著上升趨勢（P<0.05），上升幅度為164.8%。據(jù)文獻報道，多糖分子鏈間糖苷鍵的斷裂會引起還原末端含量的增加[23]，可見消化液中酶類將多糖分子鏈間糖苷鍵斷裂而使還原糖含量增加，這也與連紫璇[24]在人工唾液對玉米秸稈降解產(chǎn)物還原糖得率的影響中的研究結(jié)果一致，通過試驗表明人工唾液可有效地增加還原糖得率。人的唾液中主要包括唾液淀粉酶、粘多糖、粘蛋白及溶菌酶等[25]。其中A組（空白對照） 中不包含還原糖，所以A組還原糖含量很少。

唾液消化多糖后，與B組（消化前）相比，多糖含量顯著下降趨勢（P<0.05），下降率為40.3%，可見玉木耳多糖受人體唾液的影響較大，人工唾液中酶類降解多糖，使多糖分子鏈之間的糖苷鍵斷裂，導(dǎo)致C組（消化后） 多糖含量下降。A組（空白對照）中含有少量的多糖，這是由于唾液中本身就含有一些粘多糖。

2.1.2 模擬唾液消化玉木耳多糖消化液抗氧化活性

唾液消化玉木耳多糖消化液抗氧化活性研究試驗結(jié)果見圖2。

如圖2所示，與消化前相比，消化后反應(yīng)液清除ABTS自由基能力與FRAP還原能力都有顯著上升趨勢（P<0.05），上升率分別為2.9%和14.1%。分析清除能力顯著上升的原因可能是由于在消化過程中，消化液中唾液淀粉酶的作用，使玉木耳多糖糖苷鍵斷裂，產(chǎn)生了低分子量多糖，含有更多的具有還原性的游離羥基，提高了多糖的抗氧化能力。袁青霞[26]對桑葚多糖的抗氧化研究中也表明抗氧化活性與低分子量有關(guān)。而空白對照液與消化前后反應(yīng)液相比，其清除ABTS自由基能力顯著上升（P<0.05），上升率分別為40.7%和44.8%，這與狄彤[27]研究紅江蘺多糖口腔消化后的抗氧化活性不同，分析原因可能是由于滅酶時間的不同，導(dǎo)致試驗結(jié)果的差異。

圖2 模擬唾液消化前后玉木耳多糖消化液抗氧化活性的變化Fig.2 Changes in antioxidant activity of Auricularia cornea polysaccharide by simulated saliva digestion

與B組（消化前）相比，C組（消化后）反應(yīng)液DPPH自由基清除能力有顯著上升趨勢（P<0.05），上升了108.6%，分析原因可能是玉木耳多糖中含有帶酚基團的糖類、硫酸基團以及糖醛酸等物質(zhì)與DPPH自由基形成了較強的氫鍵[28]，影響了多糖的生物活性，從而導(dǎo)致抗氧化活性的提高，消化前后反應(yīng)液清除羥自由基的能力無顯著性差異（P>0.05）。

2.2 模擬胃消化時玉木耳多糖含量及抗氧化活性

2.2.1 模擬胃消化玉木耳還原糖、多糖含量變化

胃消化玉木耳還原糖、多糖含量變化試驗結(jié)果見3。

如圖3所示，模擬胃消化0～6 h過程中，玉木耳還原糖含量呈顯著性上升趨勢（P<0.05），增幅約12.5%～33.3%。與消化起始時相比，消化6 h后的還原糖含量上升了29.2%，分析升高的原因可能是消化液中的胃蛋白酶與胃脂肪酶破壞了多糖分子間糖苷鍵結(jié)構(gòu)，使還原末端量增加。也可能由于胃中酸性環(huán)境和胃電解質(zhì)溶液體系使多糖的穩(wěn)定性以及構(gòu)象發(fā)生變化，閔芳芳等[29]在研究青錢柳多糖模擬胃消化時還原糖含量也出現(xiàn)上升趨勢，與本試驗趨勢一致。由于玉木耳多糖在胃中沒有被完全破壞，還原末端含量產(chǎn)生較少，所以還原糖含量總體偏低。胡捷倫[13]研究大粒車前子多糖的體外模擬胃消化，還原糖含量呈現(xiàn)上升趨勢，與本研究還原糖含量變化趨勢相似。

圖3 模擬胃消化不同時間下玉木耳還原糖、多糖含量的變化Fig.3 Changes in reducing sugar and polysaccharide content of Auricularia cornea at different times of simulated gastric digestion

模擬胃消化0～6 h過程中，玉木耳多糖含量呈顯著性下降趨勢（P<0.05），與消化起始時相比，消化6 h后的玉木耳多糖含量下降了74.4%，分析下降的原因可能是胃部消化對多糖的結(jié)構(gòu)造成影響，使糖苷鍵斷裂，導(dǎo)致多糖分子量降低，最終導(dǎo)致玉木耳多糖含量下降。

2.2.2 模擬胃消化玉木耳多糖消化液抗氧化活性研究

胃消化玉木耳多糖消化液抗氧化活性試驗結(jié)果見圖4。

圖4 模擬胃消化不同時間下玉木耳多糖消化液抗氧化活性的變化Fig.4 Changes in antioxidant activity of Auricularia cornea polysaccharide at different times of simulated gastric digestion

如圖4所示，模擬胃消化0～6 h過程中，玉木耳多糖消化液對ABTS自由基和羥自由基的清除能力呈顯著性上升趨勢（P<0.05）。與消化初始相比，消化6 h后的清除能力分別上升了197.8%和160.0%，分析升高的原因可能是經(jīng)過胃液的消化，多糖分子量逐漸降低，使抗氧化能力逐漸上升，這與劉戀[30]對條斑紫菜多糖模擬消化產(chǎn)物的抗氧化活性研究中羥自由基清除能力的上升趨勢相似。

模擬胃消化0～6 h過程中，玉木耳多糖消化液對于DPPH自由基清除能力和FRAP亞鐵離子還原能力都呈顯著上升趨勢（P<0.05），在消化3 h～4 h時，DPPH自由基清除能力與FRAP亞鐵離子還原能力分別達到最高點并趨于穩(wěn)定，與消化起始時間相比，消化3 h～4 h后的清除能力與還原能力分別上升了218.7%和84.8%。分析上升的原因是多糖經(jīng)胃液消化后，多糖分子量降低，還原糖含量上升，還原末端量上升，導(dǎo)致還原能力與清除能力上升。多糖的還原能力與自由基清除能力在一定程度上也反應(yīng)了其抗氧化能力的強弱，還原能力越強，抗氧化能力也越強。姚思雯等[31]對菠蘿蜜多糖體外消化抗氧化活性研究中發(fā)現(xiàn)，菠蘿蜜多糖對DPPH自由基清除能力影響的變化趨勢與本研究相近。

2.3 模擬腸消化時玉木耳多糖含量及抗氧化活性

2.3.1 模擬腸消化玉木耳還原糖、多糖含量變化

腸消化玉木耳還原糖、多糖含量變化試驗結(jié)果見圖5。

圖5 模擬腸消化不同時間下玉木耳還原糖、多糖含量的變化Fig.5 Changes in reducing sugar and polysaccharide content of Auricularia cornea at different times of simulated intestinal digestion

如圖5所示，模擬腸消化0～6 h過程中，玉木耳還原糖含量呈顯著性上升趨勢（P<0.05）。與消化初始相比，消化5 h后的還原糖含量上升了74.1%，分析上升的原因是腸液中的胰酶、胰蛋白酶使多糖間糖苷鍵斷裂，形成還原末端，使還原糖含量增加。對麥冬多糖[32]的體內(nèi)消化研究發(fā)現(xiàn)，多糖進入腸道后與腸道內(nèi)的內(nèi)源性酶、內(nèi)源性介質(zhì)（膽汁）以及微生物（酶）發(fā)生作用，產(chǎn)生降解，可見體外模擬與體內(nèi)消化具有一定共同性[33]。Hu等[16]在車前草多糖的體外模擬腸道消化模型的研究中發(fā)現(xiàn)，多糖降解同樣與腸道內(nèi)源性酶有關(guān)，并且還原糖含量也出現(xiàn)上升趨勢。

模擬腸消化0～6 h過程中，玉木耳多糖含量呈顯著性下降趨勢（P<0.05），與消化初始相比，消化6 h后的多糖含量下降了69.4%，分析下降的原因是腸液對玉木耳多糖產(chǎn)生影響，玉木耳多糖下降的同時還原糖含量呈現(xiàn)上升的趨勢，在消化4 h，多糖含量呈現(xiàn)顯著下降（P<0.05），與此同時還原糖含量呈現(xiàn)顯著上升趨勢（P<0.05）。梅娜娜等[34]在金釵石斛多糖模擬消化的研究中，腸道部分其多糖分子質(zhì)量也出現(xiàn)降低，其多糖趨勢變化與本研究相似。

在體外模擬胃和腸的消化過程中，玉木耳多糖均呈現(xiàn)顯著性下降趨勢（P<0.05），并且存在著組間差異性（P<0.05）。通過試驗數(shù)據(jù)發(fā)現(xiàn)，體外模擬胃消化過程中還原糖含量的上升比率遠遠高于體外模擬腸消化中還原糖含量的上升比率，說明胃中的胃電解質(zhì)溶液以及胃蛋白酶對玉木耳多糖的降解能力更強。

2.3.2 模擬腸消化玉木耳多糖消化液抗氧化活性研究

腸消化玉木耳多糖消化液抗氧化活性試驗結(jié)果見圖6。

圖6 模擬腸消化不同時間下玉木耳多糖消化液抗氧化活性的變化Fig.6 Changes in antioxidant activity of Auricularia cornea polysaccharide at different times of simulated intestinal digestion

模擬腸消化0～6 h過程中，玉木耳多糖消化液對ABTS自由基、DPPH自由基、羥自由基清除能力以及FRAP亞鐵離子還原能力均呈顯著性上升趨勢（P<0.05）。在消化的4 h，抗氧化能力均處于最高點，與消化初始相比，消化4 h后的抗氧化活性分別上升了7.32倍、1.73倍、48.00倍和9.06倍，分析原因可能是在消化4 h時，由于胃蛋白酶、胰酶、膽汁、胃酸等的酶使糖苷鍵斷裂，釋放了較多的低分子量多糖，促進了抗氧化活性物質(zhì)的釋放[35]。劉璐[36]在降解樹莓多糖的抗氧化研究中發(fā)現(xiàn)，樹莓多糖對FRAP還原能力、DPPH自由基以及羥自由基的清除能力均呈現(xiàn)上升趨勢，與本研究趨勢相近。

3 結(jié)論

試驗通過體外模擬唾液、胃腸道消化對玉木耳多糖的降解和抗氧化活性進行了研究。經(jīng)過唾液、胃腸道消化后的玉木耳多糖含量呈現(xiàn)下降趨勢，還原糖含量逐漸上升（P<0.05）。

玉木耳多糖在胃消化3 h時，DPPH自由基清除能力達到最高，為79.3%；在胃消化4 h時，F(xiàn)RAP亞鐵離子還原能力達到最高，為0.125。在腸道消化過程中玉木耳多糖消化液對ABTS自由基、DPPH自由基、羥自由基清除能力以及FRAP亞鐵離子還原能力均呈顯著上升趨勢（P<0.05），在消化4 h時，抗氧化活性均達到最高，對應(yīng)值分別為41.3%、94.5%、98%、0.171。玉木耳多糖在胃腸道消化后仍具有抗氧化，研究結(jié)果可為口服玉木耳多糖作為抗氧化食品提供科學(xué)支持。后續(xù)有必要繼續(xù)深入研究玉木耳多糖體外模擬消化產(chǎn)物的分子質(zhì)量、多糖結(jié)構(gòu)及組成變化情況，將更有助于詳細了解玉木耳多糖的消化機制，對玉木耳多糖作為抗氧化食品的發(fā)展前景具有重要的意義。