袁 靜，王青玲，侯金玉, 張 杰，劉五星*，駱永明

亞油酸鈉刺激多環(huán)芳烴污染土壤微生物修復(fù)的機(jī)理研究①

袁 靜1,2，王青玲2，侯金玉2, 張 杰1，劉五星2*，駱永明2

(1 安徽師范大學(xué)生命科學(xué)學(xué)院，安徽蕪湖 241002；2 中國(guó)科學(xué)院土壤環(huán)境與污染修復(fù)重點(diǎn)實(shí)驗(yàn)室(南京土壤研究所)，南京 210008)

根系分泌物在多環(huán)芳烴(PAHs)污染土壤的植物根際修復(fù)過程中發(fā)揮關(guān)鍵作用，但是向土壤中單獨(dú)施入根系分泌物化學(xué)物質(zhì)對(duì)PAHs去除的影響還少有研究。本試驗(yàn)通過土壤微宇宙培養(yǎng)試驗(yàn)和高通量測(cè)序技術(shù)研究了根系分泌物亞油酸鈉對(duì)土壤微生物群落及PAHs降解的影響。結(jié)果發(fā)現(xiàn)，60 d后，添加肥料與亞油酸鈉處理對(duì)土壤中PAHs的去除率為40.6%，顯著高于僅施肥處理的17.4%。主坐標(biāo)分析(PCoA)表明添加亞油酸鈉顯著改變了土壤微生物群落，土壤細(xì)菌和真菌群落組成與僅施肥處理明顯分異。此外，亞油酸鈉的添加還促進(jìn)了PAHs降解菌如、、和等細(xì)菌，以及、和等真菌的富集。LEFSe分析表明，、和是添加亞油酸鈉處理的主要微生物標(biāo)記物，且和相對(duì)豐度與土壤中PAHs含量呈負(fù)相關(guān)。本研究結(jié)果初步揭示了亞油酸鈉強(qiáng)化土壤PAHs生物降解的機(jī)理。

多環(huán)芳烴；根系分泌物；亞油酸鈉；微生物群落

多環(huán)芳烴(polycyclic aromatic hydrocarbons，PAHs)是由兩個(gè)或者兩個(gè)以上的苯環(huán)以線形、角狀或簇狀方式稠合在一起的持久性有機(jī)污染物[1]。PAHs能夠通過土壤、水體、大氣、生物體進(jìn)行長(zhǎng)距離的遷移，具有生物毒性、生物蓄積性和半揮發(fā)性等特性，部分PAHs還有很強(qiáng)的致畸、致癌、致突變作用，故引起全球廣泛關(guān)注[2-5]。美國(guó)和歐盟將PAHs中的16種列為優(yōu)先控制污染物，1990年我國(guó)也將7種致癌性PAHs列入中國(guó)環(huán)境優(yōu)先污染物黑名單。

生物修復(fù)中的植物修復(fù)技術(shù)具有修復(fù)成本低、不引起二次污染并且在修復(fù)的同時(shí)能夠美化環(huán)境等特點(diǎn)，特別適合于大面積中低濃度PAHs污染土壤的修復(fù)[6]。由于土壤中的PAHs類污染物水溶性差，辛醇-水分配系數(shù)高，能被植物直接吸收的少[7]。因此對(duì)于PAHs污染土壤的植物修復(fù)，其修復(fù)機(jī)理主要是通過根系分泌物，選擇性地刺激植物根際與污染物降解相關(guān)的微生物生長(zhǎng)，增強(qiáng)與PAHs降解相關(guān)的功能菌株活性的方式來降解PAHs[8-9]。有研究顯示在PAHs污染土壤中加入玉米、黑麥草、向日葵、三葉草等特定植物的根際分泌物后，土壤中PAHs類污染物的礦化速度明顯加快，同時(shí)隨著添加物濃度的增加，土壤微生物生物量碳、微生物呼吸商也相應(yīng)增強(qiáng)[10-13]。根系分泌物也會(huì)影響土壤微生物群落組成，Joner和Leyval[14]研究發(fā)現(xiàn)，植物根系分泌物可增加專性降解菌的數(shù)量，改變種群結(jié)構(gòu)及促進(jìn)共代謝作用。但總體而言由于根系分泌物組成成分復(fù)雜，目前相關(guān)研究主要集中在總根系分泌物對(duì)修復(fù)的影響方面，針對(duì)根系分泌物中具體成分在修復(fù)中的作用及其對(duì)土壤微生物群落的影響研究還較少。

前期研究發(fā)現(xiàn)能夠促進(jìn)PAHs高效降解的植物其根系分泌物中大多含有大量的亞油酸，向污染土壤中添加富含亞油酸等物質(zhì)的植物根系分泌物可以促進(jìn)芘和苯并[a]芘等多環(huán)芳烴的降解[15]。目前為止，將亞油酸直接加入污染土壤中進(jìn)行PAHs修復(fù)的研究相對(duì)很少，特別對(duì)其添加到土壤中后對(duì)土壤中細(xì)菌、真菌的群落結(jié)構(gòu)及相關(guān)功能微生物的影響尚未看到報(bào)道。本研究采用向PAHs污染土壤中加入適量亞油酸鈉，通過HPLC分析PAHs殘余量，研究添加亞油酸鈉對(duì)PAHs污染土壤的修復(fù)作用。通過高通量測(cè)序分析修復(fù)過程中土壤微生物群落變化，探究亞油酸鈉修復(fù)PAHs污染土壤的機(jī)理，為其修復(fù)PAHs污染土壤的實(shí)際應(yīng)用提供理論依據(jù)。

1 材料與方法

1.1 供試土壤及材料

供試土壤采自南京郊區(qū)某鋼鐵企業(yè)附近表層土壤(0 ~ 20 cm)，風(fēng)干后撿出植物根系、石礫等殘留物，過2 mm不銹鋼篩，充分混勻，待用。使用標(biāo)準(zhǔn)法[16]測(cè)定土壤的基本理化性質(zhì)：pH(H2O)8.24，有機(jī)質(zhì)41.84 g/kg，有效磷23.53 mg/kg，速效鉀72.66 mg/kg，陽離子交換量16.89 cmol/kg。供試亞油酸鈉購(gòu)買于濟(jì)南鑫森源化工有限公司，工業(yè)級(jí)(>95%)。

1.2 試驗(yàn)設(shè)計(jì)

試驗(yàn)設(shè)置3個(gè)處理，3個(gè)重復(fù)，每個(gè)處理瓶裝供試土壤150 g。即：①對(duì)照(CK)；②施肥(F)；③施肥+亞油酸鈉(FSL)。試驗(yàn)期間，土壤的含水量保持在大約60% 的田間持水量。施肥+亞油酸鈉處理中加入亞油酸鈉為1 000 mg/kg。無機(jī)營(yíng)養(yǎng)素 (NH4)2SO4和K2HPO4被添加到施肥和施肥+亞油酸鈉處理中，使土壤中的初始N為250 mg/kg，P為100 mg/kg。60 d后，收集土壤，一部分土壤樣品在真空冷凍干燥器中凍干以測(cè)定15種PAHs(LMW-PAHs：萘(NAP)，苊(ACE)，芴(FLU)，菲(PHE)，蒽(ANT)；HMW-PAHs：熒蒽(FLUA)，芘(PYR)，苯并[a]蒽(BaA)，屈(CHR)，苯并[b]熒蒽(BbF)，苯并[k]熒蒽(BkF)，苯并[a]芘(BaP)，二苯并[a,h]蒽(DahA)，茚并[1,2,3-cd]芘(IcdP)和苯并[g,h,i]芘(BghiP))的含量。剩余部分存放在–25℃ 冰箱中用于土壤微生物分析。

1.3 PAHs分析

PAHs分析方法根據(jù)ISO 13877—1998標(biāo)準(zhǔn)進(jìn)行。將約3.0 g冷凍干燥的土壤樣品(60目)與相同重量的無水硫酸鈉混合；然后將混合的樣品置于索氏提取管中，并在54 ℃ 水浴中用70 ml二氯甲烷萃取24 h；用旋轉(zhuǎn)蒸發(fā)器蒸發(fā)產(chǎn)物，將茄形瓶中的殘余物溶于2 ml環(huán)己烷中；將等份的0.5 ml環(huán)己烷溶液過含有1 g活性硅膠(200 ~ 325目)的內(nèi)徑1 cm層析柱；用1︰1(/)正己烷︰二氯甲烷混合物進(jìn)行洗脫；棄去最初的0.5 ml洗脫液，將洗脫液轉(zhuǎn)移到帶刻度的試管中并用氮吹到1 ml，加入乙腈(色譜純)定容為2 ml；再次用氮吹到1 ml，定容為2 ml；用0.22 μm有機(jī)過濾器過濾后置于棕色樣品瓶中。

使用配備有熒光檢測(cè)器(RF-10AXL)的Class-VP HPLC系統(tǒng)(Shimadzu，Kyoto，Japan)分析15種PAHs濃度，使用的柱是C18反相柱(VP-ODS 250 × 4.6 mm I.D.，粒徑5 μm)，在整個(gè)過程中柱溫保持在32 ℃。HPLC測(cè)定PAHs的詳細(xì)色譜條件，參閱Ni等[17]。

1.4 高通量測(cè)序

稱取土壤樣品0.5 g，利用土壤總DNA 提取試劑盒FastDNA? Spin Kit for Soil提取DNA樣品。使用引物515 F 5￠-GTGCCAGCMGCCGCGG-3￠和907 R 5￠-CCGTCAATTCMTTTRAGTTT-3￠對(duì)細(xì)菌16S核糖體RNA基因的V4 ~ V5區(qū)進(jìn)行PCR擴(kuò)增；使用引物ITS1 F 5￠-CTTGGTCATTTAGAGGAAGTAA-3￠和ITS2 R 5￠-GCTGCGTTCTTCATCGATGC-3￠擴(kuò)增ITS2區(qū)域。具體的測(cè)序方案和引物設(shè)計(jì)由中國(guó)上海美吉生物醫(yī)藥科技有限公司提供。根據(jù)Hou等[9]的實(shí)驗(yàn)程序和方法進(jìn)行PCR擴(kuò)增、擴(kuò)增子提取和測(cè)序讀數(shù)優(yōu)化和分析。對(duì)于每個(gè)樣品標(biāo)準(zhǔn)化12 502條細(xì)菌序列和51 434條真菌序列，使用具有97% 相似性截止值的UPARSE(版本7.1)對(duì)操作分類單元(OTU)進(jìn)行聚類，并使用UCHIME去除嵌合序列。使用RDP分類器算法在70% 置信度閾值下對(duì)Silva (SSU123)16S rRNA和ITS rRNA數(shù)據(jù)庫(kù)進(jìn)行分析。多樣性指數(shù)由MOTHUR計(jì)算，主要包括Shannon、Ace、Sobs 和Chao指數(shù)。通過主坐標(biāo)分析(PCoA)利用Bray-Curtis距離矩陣分析處理間整體群落差異。使用LEfSe軟件檢測(cè)并找到豐度有顯著性差異的微生物類群，采用線性判別分析(LDA)來估算物種豐度對(duì)差異效果影響的大小。

1.5 統(tǒng)計(jì)分析

單向ANOVA分析處理之間的差異，并通過LSD測(cè)試在5% 保護(hù)水平下比較平均值。使用Excel、SPSS 21和Origin 9.1軟件進(jìn)行數(shù)據(jù)分析。

2 結(jié)果

2.1 PAHs去除

60 d后測(cè)定各處理土壤樣品中的PAHs殘余量。對(duì)照土壤(CK)中總PAHs的濃度為2 921 μg/kg。施肥處理F中的總PAHs雖然相較于CK處理降低了17.4%，但是無論總PAHs，還是2 ~ 3環(huán)的低分子量(low molecular weight，LMW)PAHs和4 ~ 6環(huán)的高分子量(high molecular weight，HMW)PAHs含量，與CK相比均沒有顯著差異。FSL處理中的總PAHs、LMW-PAHs和HMW-PAHs顯著低于CK處理，分別減少了40.6%、46.5% 和39.9%(圖1)。

(CK：對(duì)照，F(xiàn)：施肥，F(xiàn)SL：施肥+亞油酸鈉；誤差線表示標(biāo)準(zhǔn)偏差(n = 3)，根據(jù)Duncan的多范圍檢驗(yàn)，圖中小寫字母不同表示處理間差異達(dá)P<0.05顯著水平；下圖同)

2.2 高通量測(cè)序

測(cè)序數(shù)據(jù)在序列優(yōu)化后獲得共448 209條細(xì)菌和746 578條真菌序列。每個(gè)樣品細(xì)菌和真菌序列的平均數(shù)量分別為37 351條(12 502 ~ 106 068條)和62 215條序列(51 434 ~ 72 373條)。對(duì)97% 水平劃分的OTU在Bray-Curtis相似性度量上進(jìn)行了主坐標(biāo)分析(PCoA)，以揭示各處理間微生物群落的差異。如圖2所示，發(fā)現(xiàn)相同處理的樣品聚在一起，不同處理間的樣品在微生物群落結(jié)構(gòu)上相互分異。細(xì)菌的PCoA圖顯示了CK、F和FSL處理的細(xì)菌微生物群落具有差異。真菌的PCoA圖中，第一軸將僅施肥處理F和FSL處理分開，第二軸將CK和FSL處理分開。微生物群落多樣性指數(shù)如表1所示，CK處理土壤細(xì)菌群落的Shannon、Sobs和Chao指數(shù)顯著高于F和FSL處理。真菌群落多樣性指數(shù)差異與細(xì)菌群落類似，而且真菌群落的F、FSL處理的Ace指數(shù)也顯著低于CK。

2.3 微生物分類學(xué)組成

對(duì)各處理微生物群落于80% 置信度水平進(jìn)行分析，擴(kuò)增的細(xì)菌序列分為40個(gè)門、101個(gè)綱，真菌序列分為7個(gè)門、24個(gè)綱。不同處理的總微生物組成相似，而每個(gè)門或綱的分布各不相同(圖3)，說明不同處理對(duì)不同微生物群落產(chǎn)生了不同程度的影響。

除了沒有鑒定到具體門類的序列，細(xì)菌群落組成分析顯示，變形菌門(Proteobacteria)、放線菌門(Actinobacteria)、酸桿菌門(Acidobacteria)、綠彎菌門(Chloroflexi)和厚壁菌門(Firmicutes)是所有處理中的5個(gè)主要門，占整體序列的82.7% 以上(圖3A)。具體來說，F(xiàn)SL處理中放線菌門和厚壁菌門的相對(duì)豐度與CK和F處理相比有所提高。其中，F(xiàn)SL處理中放線菌門的豐度占群落組成的29.3%，而在CK和F處理中，放線菌門的豐度僅占18.5% 和19.5%。放線菌門是導(dǎo)致FSL處理組與CK和F處理組細(xì)菌群落組成差異的主要來源。將放線菌門的微生物進(jìn)一步從屬水平分析發(fā)現(xiàn)，F(xiàn)SL處理中的(3.81%)、(3.39%)、(1.65%)和(0.48%)均顯著高于CK和F處理組(圖4A)。

關(guān)于真菌群落組成，除了沒有鑒定到具體綱的序列，糞殼菌綱(Sordariomycetes)、散囊菌綱(Eurotio-mycetes)、傘菌綱(Agaricomycetes)和接合菌綱(Zygomycota)是所有處理中的 4 個(gè)主要綱類，占整體序列的 83.5% 以上(圖3B)。其中FSL(68.3%)中糞殼菌綱的相對(duì)豐度高于CK(46.0%)和F(41.8%)。糞殼菌綱是導(dǎo)致 FSL 處理組與CK 和F 處理組真菌群落組成差異的主要來源。將糞殼菌綱的微生物進(jìn)一步從屬水平分析發(fā)現(xiàn)，F(xiàn)SL處理中的(40.8%)和(2.89%)均顯著高于CK 和F 處理組(圖 4B)。接合菌綱在FSL 處理中相對(duì)豐度為 10.7%，而在CK 和F 中分別為 0.83%、3.15%。另外，屬水平分析發(fā)現(xiàn)接合菌綱的的相對(duì)豐度顯著高于 CK 和 F 處理組。

(每個(gè)處理3次重復(fù)，括號(hào)中的百分比表示每個(gè)排序軸的變化比例)

表1 不同處理的細(xì)菌和真菌基因序列的多樣性指數(shù)

注：Shannon為群落多樣性指數(shù)，Shannon指數(shù)越大，群落多樣性程度越高；Chao、Ace為群落豐富度指數(shù)，Chao、Ace指數(shù)越大，表示物種種類越多；Sobs為群落豐富度實(shí)際觀測(cè)值；表中數(shù)據(jù)為3次重復(fù)的平均值±標(biāo)準(zhǔn)差，根據(jù)Duncan的多范圍檢驗(yàn)，同列數(shù)據(jù)小寫字母不同表示處理間差異達(dá)<0.05顯著水平。

(在所有處理中相對(duì)豐度<1%的細(xì)菌或真菌被歸類為“其他”，無法分類為任何已知組的序列被指定為“未分類”)

進(jìn)一步對(duì)不同處理組群落組成運(yùn)用基于 LDA 值的LEFSe 分析，其中由內(nèi)至外輻射的圓圈表示由門至屬的分類級(jí)別。在不同分類級(jí)別上的每一個(gè)小圓圈代表該水平下的一個(gè)分類，小圓圈的直徑大小與相對(duì)豐度大小呈正比。差異物種(biomarker)跟隨組進(jìn)行著色，紅色節(jié)點(diǎn)表示在紅色組別(F)中起到重要作用的微生物類群，藍(lán)色節(jié)點(diǎn)表示在藍(lán)色組別(FSL)中起到重要作用的微生物類群，其他圈顏色意義類同。圖 5 顯示，和是FSL 處理中的細(xì)菌標(biāo)記物，是 FSL 處理中的真菌標(biāo)記物。將 FSL 處理 3 種差異物種的相對(duì)豐度與總 PAHs 含量作相關(guān)性分析，發(fā)現(xiàn)和的相對(duì)豐度與總 PAHs 含量呈負(fù)相關(guān)(圖 6)，但是的相對(duì)豐度與總PAHs 含量無相關(guān)性。

圖4 細(xì)菌(A)和真菌(B)群落在不同處理中相對(duì)豐度有所增加的屬

(根據(jù)該分類的排名最高的組，對(duì)判別分類的節(jié)點(diǎn)進(jìn)行著色并對(duì)分支進(jìn)行著色；如果分類單元在樣本組之間沒有顯著差異，則相應(yīng)的節(jié)點(diǎn)為黃色；選定的高豐度分類群用字母表示)

3 討論

根系分泌物通過刺激其周圍微生物降解有機(jī)類污染物是修復(fù)PAHs污染土壤的主要途徑之一[18]。在本研究中，施肥(F)對(duì)LMW-PAHs和HMW-PAHs的去除均沒有顯著影響。可以看出添加N、P等養(yǎng)分，雖然可為微生物提供營(yíng)養(yǎng)，促進(jìn)微生物的生長(zhǎng)[9]，但是效果有限。因?yàn)镹、P元素的添加能夠促進(jìn)大多數(shù)的微生物增長(zhǎng)，對(duì)PAHs降解微生物的特異選擇性不強(qiáng)，進(jìn)而使得本研究中的污染物降解效果不顯著[19]。而添加亞油酸鈉(FSL)處理不僅提高了LMW-PAHs降解效率，同時(shí)也提高了HMW-PAHs的降解效率(圖1)。

為了進(jìn)一步了解添加亞油酸鈉對(duì)污染土壤的修復(fù)機(jī)理，本研究通過高通量測(cè)序技術(shù)探究了試驗(yàn)過程中微生物群落組成和變化，以深入了解在修復(fù)期間PAHs降解的生物過程?；贠TU組成的PCoA分析(圖2)顯示，F(xiàn)SL處理與CK和F之間的細(xì)菌和真菌群落明顯分異。此外，細(xì)菌和真菌的多樣性指數(shù)表明，F(xiàn)SL處理的Shannon、Sobs和Chao指數(shù)顯著低于CK處理(表1)。這個(gè)結(jié)果與我們之前的研究結(jié)果相似，即污染物的去除效率與細(xì)菌多樣性無關(guān)，而與富集的特定細(xì)菌群落相關(guān)[9]。添加亞油酸鈉刺激土著微生物的競(jìng)爭(zhēng)與繁殖，其中包括有利于PAHs降解的微生物群，這種特異性選擇作用，對(duì)于生物修復(fù)的成功至關(guān)重要。

圖6 Streptocymes、Kribbella 和Humicola 的相對(duì)豐度與土壤中PAHs 含量的相關(guān)性分析

微生物降解是土壤中PAHs主要的降解方式[20]。已知超過50屬的細(xì)菌和真菌具有降解PAHs的能力[21-24]。有報(bào)道稱亞油酸鈉能夠促進(jìn)革蘭氏陽性菌的增長(zhǎng)[14]，在本研究中，相較于對(duì)照和施肥處理，添加亞油酸鈉處理組FSL中放線菌門中的、、和等革蘭氏陽性細(xì)菌顯著富集(圖3，圖4)。 LDA分析結(jié)果顯示，和是FSL處理中的細(xì)菌標(biāo)記物(圖5)。有關(guān)放線菌群的研究顯示，和的細(xì)菌在PAHs污染場(chǎng)地富集，具有降解PAHs的能力[25-26]，在本研究中，的相對(duì)豐度與PAHs在土壤中的殘余量呈負(fù)相關(guān)(圖6)。未鑒別出具體屬別，前人研究發(fā)現(xiàn)屬于Intrasporangiaceae的、spp.、spp. 和等，均與PAHs的降解相關(guān)[27-28]。是土壤或者植物根際常見的細(xì)菌，其在堆肥及降解硝基苯酚試驗(yàn)中被富集，但是其具體作用尚不明確[29-30]。本研究中，的相對(duì)豐度與PAHs在土壤中的殘余量呈負(fù)相關(guān)關(guān)系(圖6)，說明PAHs的降解可能與該菌相對(duì)豐度的增長(zhǎng)有關(guān)。此外，變形菌門、酸桿菌門、綠彎菌門和厚壁菌門也是細(xì)菌群落的優(yōu)勢(shì)菌門，這些門類都含有PAHs降解菌群[31-33]。

真菌一般通過不同的酶系統(tǒng)降解HMW- PAHs[34-35]。研究表明，子囊菌門是污染環(huán)境中的主要真菌，具有轉(zhuǎn)化或去除LMW- PAHs和HMW-PAHs的能力[36-37]。本研究中，Sordariomycetes菌綱(屬于子囊菌門)是所有處理組中的主要類別(圖3，圖4)。添加亞油酸鈉顯著提高了Sordariomycetes的相對(duì)豐度，Sordariomycetes是一組真菌類群，包括相對(duì)豐度變化顯著的和，這兩種菌屬均是已知的PAHs 降解菌[38-39]。添加亞油酸鈉處理的FSL處理中，接合菌綱的相對(duì)豐度也顯著增加，研究表明具有降解有機(jī)污染物如石油烴類的能力[40-41]。這些結(jié)果表明，添加亞油酸鈉顯著改變了微生物群落結(jié)構(gòu)與組成以及與PAHs降解相關(guān)菌的生長(zhǎng)，從而提高土壤中PAHs的降解效率。

4 結(jié)論

本研究通過微宇宙模擬試驗(yàn)對(duì)外源添加根系分泌物刺激PAHs污染土壤的微生態(tài)機(jī)理進(jìn)行了探究。通過HPLC對(duì)土壤中PAHs組分進(jìn)行綜合分析，結(jié)果表明，添加亞油酸鈉對(duì)LMW-PAHs和HMW-PAHs的降解效率均有顯著提高。高通量測(cè)序數(shù)據(jù)分析顯示，這一降解效率的提高，與微生物群落多樣性無關(guān)，而與特定的微生物群落豐度變化相關(guān)。在添加亞油酸鈉處理中，PAHs降解相關(guān)功能菌、、、、、和的相對(duì)豐度顯著增加，其中，、和是亞油酸鈉處理土壤中的主要微生物標(biāo)記物，且、和相對(duì)豐度與土壤中PAHs含量呈負(fù)相關(guān)。該研究結(jié)果揭示了亞油酸鈉強(qiáng)化土壤PAHs生物降解的微生態(tài)進(jìn)程，同時(shí)指導(dǎo)我們?cè)谶M(jìn)行PAHs污染土壤修復(fù)研究中應(yīng)多加關(guān)注PAHs降解相關(guān)微生物菌群。

[1] 申國(guó)蘭, 李利, 陳莎. 微生物降解石油源多環(huán)芳香烴的研究進(jìn)展[J]. 土壤, 2018, 50(1): 16–27.

[2] Chiari M, Ettori C, Righetti P G, et al. Oxidation of cysteine to cysteic acid in proteins by peroxyacids, as monitored by immobilized pH gradients[J]. Electrophoresis, 1991, 12(5): 376–377.

[3] 周燕, 盧新衛(wèi). 西安市公園土壤多環(huán)芳烴污染特征、來源及風(fēng)險(xiǎn)評(píng)價(jià)[J]. 環(huán)境科學(xué), 2017, 38(11): 4800–4808.

[4] Adekunle A S, Oyekunle J A O, Ojo O S, et al. Determination of polycyclic aromatic hydrocarbon levels of groundwater in Ife north local government area of Osun state, Nigeria[J]. Toxicology Reports, 2017, 4: 39–48.

[5] 倪妮, 宋洋, 王芳, 等. 多環(huán)芳烴污染土壤生物聯(lián)合強(qiáng)化修復(fù)研究進(jìn)展[J]. 土壤學(xué)報(bào), 2016, 53(3): 561–571.

[6] 劉玲, 謝影, 汪承潤(rùn), 等. 植物修復(fù)多環(huán)芳烴(PAHs)研究進(jìn)展[J]. 江蘇農(nóng)業(yè)科學(xué), 2012, 40(3): 309–312.

[7] Wenzel W, Adriano D, Salt D, et al. Phytoremediation: a plant-microbe-based remediation system[EB/OL]. 1999

[8] Liu W X, Hou J Y, Wang Q L, et al. Collection and analysis of root exudates of Festuca arundinacea L. and their role in facilitating the phytoremediation of petroleum- contaminated soil[J]. Plant and Soil, 2015, 389(1/2): 109–119.

[9] Hou J Y, Liu W X, Wang B B, et al. PGPR enhanced phytoremediation of petroleum contaminated soil and rhizosphere microbial community response[J]. Chemo-sphere, 2015, 138: 592–598.

[10] Yoshitomi K J, Shann J R. Corn (L.) root exudates and their impact on14C-pyrene mineralization[J]. Soil Biology and Biochemistry, 2001, 33(12/13): 1769–1776.

[11] Xie X M, Liao M, Yang J, et al. Influence of root-exudates concentration on pyrene degradation and soil microbial characteristics in pyrene contaminated soil[J]. Chemo-sphere, 2012, 88(10): 1190–1195.

[12] Tejeda-Agredano M C, Gallego S, Vila J, et al. Influence of the sunflower rhizosphere on the biodegradation of PAHs in soil[J]. Soil Biology and Biochemistry, 2013, 57: 830–840.

[13] 王悅, 郭美霞, 金京華, 等. 三葉草根系分泌物對(duì)多環(huán)芳烴微生物降解及加氧酶的影響[J]. 應(yīng)用生態(tài)學(xué)報(bào), 2014, 25(11): 3145–3151.

[14] Joner E J, Leyval C. Rhizosphere gradients of polycyclic aromatic hydrocarbon (PAH) dissipation in two industrial soils and the impact of arbuscular mycorrhiza[J]. Environmental Science & Technology, 2003, 37(11): 2371–2375.

[15] Yi H, Crowley D E. Biostimulation of PAH degradation with plants containing high concentrations of linoleic acid[J]. Environmental Science & Technology, 2007, 41(12): 4382–4388.

[16] 魯如坤. 土壤農(nóng)業(yè)化學(xué)分析方法[M]. 北京: 中國(guó)農(nóng)業(yè)科技出版社, 2000.

[17] Ni J Z, Luo Y M, Wei R, et al. Distribution patterns of polycyclic aromatic hydrocarbons among different organic carbon fractions of polluted agricultural soils[J]. Geoderma, 2008, 146(1/2): 277–282.

[18] 吳林坤, 林向民, 林文雄. 根系分泌物介導(dǎo)下植物-土壤-微生物互作關(guān)系研究進(jìn)展與展望[J]. 植物生態(tài)學(xué)報(bào), 2014, 38(3): 298–310.

[19] Bell T H, Yergeau E, F Juck D, et al. Alteration of microbial community structure affects diesel biodegra-dation in an Arctic soil[J]. FEMS Microbiology Ecology, 2013, 85(1): 51–61.

[20] Wang F, Su Z C, Yang H, et al. Microbial degradation of soil polycyclic aromatic hydrocarbons (PAHs) and its relations to soil bacterial population diversity[J]. Ying Yong Sheng Tai Xue Bao, 2009, 20(12): 3020–3026.

[21] Seo J S, Keum Y S, Li Q. Bacterial degradation of aromatic compounds[J]. International Journal of Environmental Research and Public Health, 2009, 6(1): 278–309.

[22] Agrawal N, Verma P, Shahi S K. Degradation of polycyclic aromatic hydrocarbons (phenanthrene and pyrene) by the ligninolytic fungi Ganoderma lucidum isolated from the hardwood stump[J]. Bioresources and Bioprocessing, 2018, 5(1): 1–9.

[23] Marchand C, St-Arnaud M, Hogland W, et al. Petroleum biodegradation capacity of bacteria and fungi isolated from petroleum-contaminated soil[J]. International Biodeteriora-tion & Biodegradation, 2017, 116: 48–57.

[24] Reyes-César A, Absalón á E, Fernández F J, et al. Biodegradation of a mixture of PAHs by non-ligninolytic fungal strains isolated from crude oil-contaminated soil[J]. World Journal of Microbiology and Biotechnology, 2014, 30(3): 999–1009.

[25] Duran R, Bielen A, Parad?ik T, et al. Exploring Actinobacteria assemblages in coastal marine sediments under contrasted Human influences in the West Istria Sea, Croatia[J]. Environmental Science and Pollution Research, 2015, 22(20): 15215–15229.

[26] Zafra G, Absalón á E, Cuevas M D C, et al. Isolation and selection of a highly tolerant microbial consortium with potential for PAH biodegradation from heavy crude oil-contaminated soils[J]. Water, Air, & Soil Pollution, 2014, 225(2): 1–18.

[27] Zhang G Y, Ling J Y, Sun H B, et al. Isolation and characterization of a newly isolated polycyclic aromatic hydrocarbons-degrading Janibacter anophelis strain JY11[J]. Journal of Hazardous Materials, 2009, 172(2/3): 580–586.

[28] DeBruyn J M, Mead T J, Sayler G S. Horizontal transfer of PAH catabolism genes in Mycobacterium: evidence from comparative genomics and isolated pyrene-degrading bacteria[J]. Environmental Science & Technology, 2012, 46(1): 99–106.

[29] Wang K, Mao H L, Li X K. Functional characteristics and influence factors of microbial community in sewage sludge composting with inorganic bulking agent[J]. Bioresource Technology, 2018, 249: 527–535.

[30] Min J, Wang B, Hu X K. Effect of inoculation of Burkholderia sp. strain SJ98 on bacterial community dynamics and Para -nitrophenol, 3-methyl-4-nitrophenol, and 2-chloro-4-nitrophenol degradation in soil[J]. Scientific Reports, 7(1): 1.

[31] Han X M, Hu H W, Shi X Z, et al. Effects of different agricultural wastes on the dissipation of PAHs and the PAH-degrading genes in a PAH-contaminated soil[J]. Chemosphere, 2017, 172: 286–293.

[32] Lee D W, Lee H, Lee A H, et al. Microbial community composition and PAHs removal potential of indigenous bacteria in oil contaminated sediment of Taean Coast, Korea[J]. Environmental Pollution, 2018, 234: 503–512.

[33] Song M K, Jiang L F, Zhang D Y, et al. Bacteria capable of degrading anthracene, phenanthrene, and fluoranthene as revealed by DNA based stable-isotope probing in a forest soil[J]. Journal of Hazardous Materials, 2016, 308: 50–57.

[34] Kadri T, Rouissi T, Kaur Brar S, et al. Biodegradation of polycyclic aromatic hydrocarbons (PAHs) by fungal enzymes: a review[J]. Journal of Environmental Sciences, 2017, 51: 52–74.

[35] Memi? M, Vrta?nik M, Boh B, et al. Biodegradation of PAHs by ligninolytic fungi hypoxylon fragiforme and Coniophora puteana[J]. Polycyclic Aromatic Compounds, 2020, 40(2): 206–213.

[36] Marco-Urrea E, García-Romera I, Aranda E. Potential of non-ligninolytic fungi in bioremediation of chlorinated and polycyclic aromatic hydrocarbons[J]. New Biotechnology, 2015, 32(6): 620–628.

[37] 吳宇澄, 林先貴. 多環(huán)芳烴污染土壤真菌修復(fù)進(jìn)展[J]. 土壤學(xué)報(bào), 2013, 50(6): 1191–1199.

[38] Saito T, Hong P, Kato K, et al. Purification and characterization of an extracellular laccase of a fungus (Family Chaetomiaceae) isolated from soil[J]. Enzyme and Microbial Technology, 2003, 33(4): 520–526.

[39] Cerniglia C E, Sutherland J B. Degradation of polycyclic aromatic hydrocarbons by fungi[M]//Handbook of Hydrocarbon and Lipid Microbiology. Berlin, Heidelberg: Springer Berlin Heidelberg, 2010: 2079–2110.

[40] Dave D, Ghaly A E. Remediation technologies for marine oil spills: a critical review and comparative analysis[J]. American Journal of Environmental Sciences, 2011, 7(5): 423–440.

[41] Hara E, Uchiyama H. Degradation of petroleum pollutant materials by fungi[M]//Soil Biology. Berlin, Heidelberg: Springer Berlin Heidelberg, 2012: 117–133.

Mechanism of Sodium Linoleate Stimulating Microbial Remediation of PAHs Contaminated Soil

YUAN Jing1,2, WANG Qingling2, HOU Jinyu2, ZHANG Jie1, LIU Wuxing2*, LUO Yongming2

(1 College of Life Sciences, Anhui Normal University, Wuhu,Anhui 241002,China; 2 Key Laboratory of Soil Environment and Pollution Remediation, Institute of Soil Science, Chinese Academy of Sciences, Nanjing 210008, China)

Root exudates play a key role in phytoremediation of PAHs contaminated soil, but the effects of separate root exudates on the removal of PAHs have not been studied. This experiment investigated the effects of sodium linoleate in root exudation on soil microbial community and PAHs degradation by soil microcosm culture experiment and high-throughput sequencing technology. After 60 days, the removal rates of PAHs was 40.6% for fertilizer + sodium linoleate, which were significantly higher than that of fertilization only (17.4%). Primary coordinate analysis (PCoA) indicated that the addition of sodium linoleate significantly altered soil microbial communities, and soil bacterial and fungal community compositions were significantly different from those of fertilization only. In addition, sodium linoleate amendment promoted the enrichment of PAH-degrading bacteria such as,,and, as well as the fungi,and. LEFSe analysis showed that,andwere the main microbial markers for the addition of sodium linoleate treatment, and the relative abundance ofandwas significantly negatively correlated with PAHs content in soil. The results of this study initially revealed the mechanism of sodium linoleate enhanced biodegradation of polycyclic aromatic hydrocarbons in soils.

Polycyclic aromatic hydrocarbons; Root exudates; Sodium linoleate; Microbial communities

X53

A

10.13758/j.cnki.tr.2020.05.011

袁靜, 王青玲, 侯金玉, 等. 亞油酸鈉刺激多環(huán)芳烴污染土壤微生物修復(fù)的機(jī)理研究. 土壤, 2020, 52(5): 948–955.

國(guó)家自然科學(xué)基金項(xiàng)目(U1662110，41671325)和江蘇省自然科學(xué)基金項(xiàng)目(BK20171521)資助。

袁靜(1991—)，女，安徽亳州人，碩士研究生，主要從事有機(jī)污染土壤生物修復(fù)研究。E-mail: 18356152798@163.com