于世瑩,王文秀,馬倩云,馬子曄,任叢濤,宮可心,孫劍鋒,*

(1.河北農(nóng)業(yè)大學(xué)食品科技學(xué)院,河北保定 071000; 2.張家口弘基農(nóng)業(yè)科技開(kāi)發(fā)有限責(zé)任公司,河北張家口 075000; 3.今麥郎面品有限公司,河北邢臺(tái) 054000)

馬鈴薯(SolanumtuberosumL.)原產(chǎn)于南美洲,是我國(guó)重要的農(nóng)作物之一[1-3]。紫馬鈴薯是一種新型馬鈴薯,其中富含花色苷使它的塊莖呈深紫色[4]?；ㄉ沼苫ㄉ找蕴擒真I與多種糖結(jié)合而成[5],作為一種水溶性天然色素[6],被廣泛應(yīng)用于食品工業(yè)中[7-8]。大量研究表明,花色苷不僅賦予食品誘人的色澤,在維持人類(lèi)健康方面也發(fā)揮著重要作用,如抗氧化、抗癌、調(diào)節(jié)血壓和多種疾病的預(yù)防等[9-11]。

目前國(guó)內(nèi)外研究中花色苷的提取以溶劑法為主,但該方法提取時(shí)間較長(zhǎng)不利于花色苷保持穩(wěn)定性[12-15],而且常以甲醇、乙醇和乙酸等有機(jī)溶劑進(jìn)行提取,溶劑殘留會(huì)對(duì)人體帶來(lái)健康和安全風(fēng)險(xiǎn),而以檸檬酸為溶劑提取可避免此類(lèi)問(wèn)題。超聲波提取法可以加速植物細(xì)胞內(nèi)花色苷的釋放速度,縮短提取時(shí)間。將超聲波提取法和溶劑提取法結(jié)合可以極大程度上縮短提取時(shí)間從而提高花色苷的提取效率,保持花色苷的穩(wěn)定性。初步提取的花色苷提取物中含有較多雜質(zhì),影響對(duì)其性質(zhì)的研究[16]需要通過(guò)純化去除雜質(zhì)提高花色苷純度[17]。大孔吸附樹(shù)脂在花色苷的分離純化方面具有優(yōu)異的性能[18],被普遍應(yīng)用在不同來(lái)源花色苷的分離純化過(guò)程中。申芮萌[19]以XAD-7大孔樹(shù)脂作為吸附材料純化了藍(lán)莓花色苷,Shen等[20]用XDA-6大孔吸附樹(shù)脂純化了枸杞花色苷,純化后花色苷的穩(wěn)定性受其所處外界環(huán)境的高度影響,這限制了花色苷作為天然色素在食品工業(yè)中的應(yīng)用[21]。因此研究紫馬鈴薯花色苷的穩(wěn)定性是其在食品工業(yè)中應(yīng)用的重要前提[22]。

近年來(lái),有部分關(guān)于紫馬鈴薯花色苷的研究。但是缺乏對(duì)其提取、分離純化和穩(wěn)定性的系統(tǒng)性研究。本文以河北省張家口市種植的紫馬鈴薯(黑金剛)為原料,以花色苷提取量為指標(biāo),通響應(yīng)面法優(yōu)化了紫馬鈴薯花色苷的提取工藝,采用大孔吸附樹(shù)脂分離純化了紫馬鈴薯花色苷,并以紫馬鈴薯花色苷的保存率作為指標(biāo),系統(tǒng)的研究了光照,溶液pH,溫度和金屬離子對(duì)紫馬鈴薯花色苷穩(wěn)定性的影響,為紫馬鈴薯花色苷在食品工業(yè)中的應(yīng)用提供理論依據(jù)。

1 材料與方法

1.1 材料與儀器

紫馬鈴薯(黑金剛) 張家口弘基農(nóng)業(yè)科技有限公司;檸檬酸、乙酸鈉、無(wú)水乙醇、氯化鉀 國(guó)藥試劑有限公司;D-101、AB-8、DM130、HPD100、X-5、NKA-9大孔吸附樹(shù)脂 北京瑞達(dá)恒輝科技發(fā)展有限公司;試驗(yàn)用水 蒸餾水;所有試劑 均為分析純。

AR432CN型電子分析天平 上海澳司豪儀器有限公司;DHG-9143BS-III型電熱鼓風(fēng)干燥箱 上海苗新有限公司;試驗(yàn)室pH計(jì) 上海澳司豪儀器有限公司;SK5200H型超聲波清洗機(jī) 新枝生物科技公司;UV-1700PC型紫外可見(jiàn)分光光度計(jì) 北京普析通用儀器有限責(zé)任公司;Neofuge15R型高速冷凍離心機(jī) 長(zhǎng)沙易達(dá)儀器有限公司;BH1000-2J蠕動(dòng)泵 蘭戈有限公司;BS-100A自動(dòng)部分收集器 上海青浦滬西儀器廠。

1.2 實(shí)驗(yàn)方法

1.2.1 紫馬鈴薯花色苷提取工藝優(yōu)化

1.2.1.1 原料預(yù)處理 將新鮮紫馬鈴薯洗凈切片,冷凍干燥后用粉碎機(jī)粉碎,將馬鈴薯粉過(guò)80目篩后,放于棕色瓶中,4 ℃下保存,備用。

1.2.1.2 最佳吸收波長(zhǎng)的確定 準(zhǔn)確稱(chēng)取0.5 g凍干粉末于錐形瓶中,加入20 mL 2.5%檸檬酸溶液,在40 ℃、300 W的條件下提取15 min。提取液在4 ℃、10000 r/min的條件下離心15 min。取1 mL上清液于10 mL容量瓶中,分別用pH1.0和pH4.5緩沖溶液定容,在避光條件下平衡30 min。分別測(cè)定兩組溶液400～700 nm波長(zhǎng)下的吸光度值,以波長(zhǎng)為橫坐標(biāo),吸光度值為縱坐標(biāo)繪制吸光度曲線(xiàn),確定最佳吸收波長(zhǎng)。

1.2.1.3 單因素實(shí)驗(yàn) 準(zhǔn)確稱(chēng)取1 g樣品于三角瓶中,采用濃度為2.5%的檸檬酸溶液作為提取劑,將超聲波提取溫度設(shè)置為40 ℃,提取時(shí)間15 min,提取功率300 W,研究料液比(1∶20、1∶30、1∶40、1∶50、1∶60 g/mL)對(duì)紫馬鈴薯花色苷含量的影響;設(shè)定提取時(shí)間15 min,提取功率300 W,適宜的料液比,研究提取溫度(20、30、40、50、60 ℃)對(duì)紫馬鈴薯花色苷含量的影響;設(shè)定提取功率300 W,適宜的料液比,適宜的溫度,研究提取時(shí)間(5、10、15、20、25、30 min)對(duì)紫馬鈴薯花色苷含量的影響;設(shè)定適宜的料液比,適宜的溫度,適宜的提取時(shí)間,研究提取功率(100、200、300、400 W)對(duì)紫馬鈴薯花色苷含量的影響。

1.2.1.4 響應(yīng)面法優(yōu)化紫馬鈴薯花色苷的超聲波輔助提取工藝 根據(jù)1.2.1.3中單因素實(shí)驗(yàn)的結(jié)果,利用Design-Expert V8.0.6.1設(shè)計(jì)四因素三水平的Box-Behnken試驗(yàn)對(duì)提取工藝進(jìn)行優(yōu)化。四個(gè)因素分別為:提取功率(A)、料液比(B)、提取溫度(C)和提取時(shí)間(D)。每個(gè)因素分別設(shè)置三個(gè)水平,以花色苷含量作為響應(yīng)值,優(yōu)化紫馬鈴薯花色苷的提取工藝,試驗(yàn)因素水平設(shè)置見(jiàn)表1。

表1 響應(yīng)面試驗(yàn)因素水平Table 1 Factors and levels of response surface experiment

表2 樹(shù)脂信息Table 2 Information of macroporous adsorption resin

1.2.1.5 花色苷含量測(cè)定 采用pH示差法對(duì)單體花色苷含量進(jìn)行測(cè)定。測(cè)定時(shí)選擇合適的稀釋倍數(shù),使樣品吸光度值在分光光度計(jì)的線(xiàn)性范圍內(nèi)[23],以保證測(cè)量的準(zhǔn)確度?？偦ㄉ蘸恳允杠?chē)菊素-3-葡萄糖苷當(dāng)量計(jì)。計(jì)算公式如下:

式(1)

式中:C表示樣品中花色苷的含量,mg/g;A=[(A525 nm-A700 nm)pH1.0-(A525 nm-A700 nm)pH4.5];V表示提取液體積;DF表示稀釋倍數(shù);MW表示矢車(chē)菊素-3-葡萄糖苷的相對(duì)分子質(zhì)量,449.2 g/mol;ε表示矢車(chē)菊素-3-葡萄糖苷的消光系數(shù),29600 L·mol-1·cm-1;M表示樣品質(zhì)量,g;L表示光程,1cm。

1.2.2 紫馬鈴薯花色苷的純化研究

1.2.2.1 樹(shù)脂信息 本實(shí)驗(yàn)共選取了六種大孔吸附樹(shù)脂用于紫馬鈴薯花色苷的分離純化研究。樹(shù)脂信息見(jiàn)表2。

1.2.2.2 樹(shù)脂的預(yù)處理 將未使用過(guò)的六種大孔吸附樹(shù)脂浸泡在無(wú)水乙醇中使其充分溶脹。隨后用無(wú)水乙醇沖洗至流出液透明澄清無(wú)肉眼可見(jiàn)雜質(zhì)為止。再用蒸餾水淋洗樹(shù)脂至無(wú)乙醇?xì)埩艉鬄V出樹(shù)脂備用。

1.2.2.3 樹(shù)脂的靜態(tài)吸附與解析 準(zhǔn)確稱(chēng)取預(yù)處理好的大孔樹(shù)脂各0.5 g于三角瓶中,分別加入紫馬鈴薯花色苷粗提液30 mL,于30 ℃下水浴振蕩4 h,吸附完成后將樹(shù)脂濾出,測(cè)定濾液中紫馬鈴薯花色苷的含量。再將濾出的樹(shù)脂中加入30 mL 95%乙醇溶液,30 ℃下水浴振蕩4 h,充分解吸后將樹(shù)脂濾出[24],用pH示差法測(cè)定濾液中花色苷的含量。按照每種樹(shù)脂的吸附率Q(%)和解析率D(%)對(duì)樹(shù)脂進(jìn)行選擇。計(jì)算公式如下:

式(2)

式(3)

式中:C0表示樣品中花色苷的初始含量,mg/g;Ce表示吸附平衡時(shí)濾液中花色苷的含量,mg/g;C1表示解析完成后濾液中花色苷的含量,mg/g。

1.2.2.4 吸附動(dòng)力學(xué)曲線(xiàn)測(cè)定 準(zhǔn)確稱(chēng)取預(yù)處理好的樹(shù)脂各0.5 g于三角瓶中,加入紫馬鈴薯花色苷粗提液30 mL,于30 ℃下水浴振蕩4 h,每30 min測(cè)量一次提取液在525 nm下的吸光度值。

1.2.2.5 解析乙醇濃度的選擇 準(zhǔn)確稱(chēng)取預(yù)處理好的AB-8樹(shù)脂0.5 g于三角瓶中,加入紫馬鈴薯花色苷粗提液30 mL,于30 ℃下水浴振蕩4 h后濾出樹(shù)脂。分別將樹(shù)脂浸泡在不同濃度(30%、40%、50%、60%、70%、80%)的乙醇中,30 ℃下水浴振蕩30 min后計(jì)算解析率。

1.2.2.6 樹(shù)脂的動(dòng)態(tài)吸附與解析 將預(yù)處理好的AB-8大孔樹(shù)脂填充到規(guī)格為16 mm×30 cm的樹(shù)脂柱中。在室溫下以2.0 mL/min的流速均勻進(jìn)樣,樣品為濃度是0.29 mg/mL的紫馬鈴薯花色苷粗提液。使用自動(dòng)部分收集器,每5 mL收集一管流出液,測(cè)定流出液中花色苷的含量。待樹(shù)脂飽和后,用蒸餾水同樣以2.0 mL/min的流速?zèng)_洗樹(shù)脂,以除去樹(shù)脂柱中的水溶性雜質(zhì)。待水洗流出液為無(wú)色后,用適宜濃度的乙醇溶液以2.0 mL/min的流速洗脫,使用自動(dòng)部分收集器,每5 mL收集一管流出液,測(cè)定流出液中花色苷的含量。

1.2.3 紫馬鈴薯花色苷的穩(wěn)定性分析

1.2.3.1 光照對(duì)紫馬鈴薯花色苷穩(wěn)定性的影響 準(zhǔn)確移取紫馬鈴薯花色苷粗提液2 mL于三角瓶中,定容至30 mL,搖勻,調(diào)節(jié)pH=3.0,分別放置于避光、室內(nèi)散射光和245 nm波長(zhǎng)的紫外燈照射條件下。每2 d測(cè)定一次花色苷的保存率,共放置30 d。

1.2.3.2 pH對(duì)紫馬鈴薯花色苷穩(wěn)定性的影響 準(zhǔn)確移取紫馬鈴薯花色苷粗提液2 mL于三角瓶中,定容至30 mL,搖勻,分別調(diào)節(jié)pH為2.0、3.0、4.0、5.0、6.0、7.0、8.0,于60 ℃下水浴加熱250 min,每50 min測(cè)定一次花色苷的保存率。

1.2.3.3 溫度對(duì)紫馬鈴薯花色苷穩(wěn)定性的影響 準(zhǔn)確移取紫馬鈴薯花色苷粗提液2 mL于三角瓶中,定容至30 mL,搖勻,調(diào)節(jié)pH=3.0,分別置于60、70、80、90 ℃下水浴加熱5 h,每1 h測(cè)定一次花色苷的保存率。

1.2.3.4 金屬離子對(duì)紫馬鈴薯花色苷穩(wěn)定性的影響 準(zhǔn)確移取紫馬鈴薯花色苷粗提液2 mL于三角瓶中,定容至30 mL,分別加入含有0.05 mol/L Al3+、Mg2+、K+、Na+、Zn2+、Ca2+、Cu2+的溶液5 mL,搖勻,室溫條件下放置12 h,測(cè)定花色苷的保存率。

1.2.3.5 花色苷保存率的計(jì)算 本試驗(yàn)采用花色苷的保存率作為評(píng)價(jià)其穩(wěn)定性的指標(biāo),計(jì)算公式如下:

式(4)

式中:C表示某時(shí)刻樣品中花色苷的含量,mg/g;C0表示樣品中花色苷的初始含量,mg/g。

1.3 數(shù)據(jù)處理

每個(gè)試驗(yàn)重復(fù)三次,試驗(yàn)結(jié)果用平均數(shù)±標(biāo)準(zhǔn)差表示。本試驗(yàn)采用SPSS Statistics 23進(jìn)行統(tǒng)計(jì)分析,用Design-Expert V 8.0.6.1進(jìn)行響應(yīng)面試驗(yàn)的設(shè)計(jì)和分析,用Origin 2018繪圖。

2 結(jié)果與分析

2.1 紫馬鈴薯花色苷提取工藝優(yōu)化

2.1.1 最佳吸收波長(zhǎng)的確定 如圖1所示,對(duì)兩種pH下紫色馬鈴薯提取液吸光度測(cè)量和計(jì)算可知差值最大值出現(xiàn)在525 nm處。因此,紫馬鈴薯花色苷的最佳吸收波長(zhǎng)為525 nm。

圖2 單因素實(shí)驗(yàn)結(jié)果Fig.2 Results of single-factor experiments

圖1 最佳吸收波長(zhǎng)的確定Fig.1 Determination of the optimal absorption wavelength

2.1.2 單因素實(shí)驗(yàn)結(jié)果 如圖2A所示,隨著料液比的增加,提取液中花青素的含量逐漸上升,當(dāng)料液比達(dá)到1∶50后,提取液中花青素含量開(kāi)始下降,可能是由于原料中的花青素含量一定,過(guò)多的溶劑稀釋了提取物從而導(dǎo)致花青素含量下降。因此選擇料液比為1∶50 g/mL,此時(shí)花色苷的含量為(1.428±0.015) mg/g。

如圖2B所示,隨著提取溫度的升高,提取液中花青素的含量逐漸增加,當(dāng)提取溫度為50 ℃時(shí),花色苷含量達(dá)到最高。提取溫度大于50 ℃時(shí),花色苷含量下降,可能是因?yàn)檩^高的溫度使馬鈴薯中淀粉糊化,影響了花青素的溶解。因此,最佳提取溫度為50 ℃,此時(shí)花色苷的含量為(1.404±0.017) mg/g。

如圖2C所示,15 min前提取液中花青素的含量隨著提取時(shí)間的增加而增加,15 min后,提取液中花青素的含量逐漸下降。可能是由于超聲波提取法的提取效果與提取物的狀態(tài)和粉碎程度密切相關(guān),提取時(shí)間增加,有利于材料與溶劑之間充分接觸,使花色苷含量提高,但長(zhǎng)時(shí)間的處理有可能導(dǎo)致不穩(wěn)定的物質(zhì)分解導(dǎo)致花色苷含量下降。因此,最佳提取時(shí)間為15 min,此時(shí)花色苷的含量為(1.428±0.017) mg/g。

由圖2D可知,提取功率小于300 W時(shí),花色苷含量隨著功率的增加而增加,功率達(dá)到400 W時(shí),花色苷含量開(kāi)始下降?？赡苁怯捎诠β实脑黾訉?dǎo)致細(xì)胞結(jié)構(gòu)被破壞,胞內(nèi)的分解酶被釋放出來(lái),導(dǎo)致花青素含量下降。因此,最佳提取功率為300 W,此時(shí)花色苷的含量為(1.364±0.019) mg/g。

2.1.3 Box-Behnken試驗(yàn)結(jié)果 將得到的數(shù)據(jù)由Design-Expert V8.0.6.1軟件進(jìn)行多元回歸擬合分析后得到紫色馬鈴薯花色苷提取量(Y)與四種因素之間的關(guān)系滿(mǎn)足以下二次多項(xiàng)回歸方程:

Y=1.43+0.021A+0.092B+0.027C-9.917×10-3D-6.5×10-3AB+0.032AC-0.019AD-0.060BC+0.047BD+0.033CD-0.16A2-0.27B2-0.20C2-0.18D2

式中:Y表示樣品中花色苷的含量,mg/g;A表示提取功率,W;B表示料液比,g/mL;C表示提取溫度, ℃;D表示提取時(shí)間,min。

方程體現(xiàn)了各因素對(duì)提取效果的影響。多項(xiàng)式中各因素系數(shù)的正負(fù)體現(xiàn)了每種因素對(duì)響應(yīng)值花色苷含量的影響方向,各項(xiàng)系數(shù)體現(xiàn)了各因素對(duì)響應(yīng)值影響的大小。由此可知,料液比是對(duì)響應(yīng)值影響最顯著的因素,其次是提取溫度、提取功率和提取時(shí)間。

表2 Box-Behnken試驗(yàn)結(jié)果Table2 Results of Box-Behnken design

表3 回歸方程方差分析Table 3 Variance analysis of regression equation

2.1.4 回歸方程方差分析 由表3可以看出,模型極顯著(P<0.01),調(diào)整型決定系數(shù)為0.8147,方程決定系數(shù)R2=0.9073,且模型失擬項(xiàng)的P值為0.0635>0.05,表明無(wú)法拒絕原假設(shè),即可以判定本模型沒(méi)有失擬現(xiàn)象,表明方程擬合良好,可用此模型對(duì)紫色馬鈴薯花色苷的提取進(jìn)行分析和預(yù)測(cè)。模型中的一次項(xiàng)B顯著(P<0.05),二次項(xiàng)(A2、B2、C2、D2)極顯著(P<0.01),其他項(xiàng)不顯著(P>0.05),說(shuō)明各因素對(duì)響應(yīng)值的影響不是簡(jiǎn)單的線(xiàn)性關(guān)系。根據(jù)表3中的F值可知,料液比是對(duì)響應(yīng)值影響最大的因素,其次是提取溫度、提取功率和提取時(shí)間,結(jié)果與2.1.3中保持一致。通過(guò)響應(yīng)面分析法得出最佳提取條件為:功率307.05 W，料液比1∶51.65 g/mL，提取溫度50.49 ℃，提取時(shí)間14.97 min，為方便控制將上述條件調(diào)整為：提取功率300 W，料液比1∶50 g/mL，提取溫度50 ℃，提取時(shí)間15 min，在此條件下提取量為(1.435±0.27) mg/g。

2.2 紫馬鈴薯花色苷的純化研究

2.2.1 不同樹(shù)脂對(duì)紫馬鈴薯花色苷的靜態(tài)吸附與解析能力 如圖3所示,除X-5型大孔樹(shù)脂外,其他5種樹(shù)脂對(duì)紫馬鈴薯花色苷的吸附量都達(dá)到了85%以上,其中HPD100,D101,AB-8和NAK-9四種樹(shù)脂的吸附能力較好。綜合分析各種樹(shù)脂的吸附和解析能力后,選擇HPD100,D101,AB-8和NAK-9四種樹(shù)脂進(jìn)行下一步試驗(yàn)。

圖3 不同樹(shù)脂的吸附與解析能力Fig.3 Adsorption and analysis capacity of different resins

2.2.2 吸附動(dòng)力學(xué)曲線(xiàn) 如圖4所示,D101和NAK-9型樹(shù)脂對(duì)紫馬鈴薯花色苷的吸附能力接近,AB-8和HPD100型樹(shù)脂對(duì)紫馬鈴薯花色苷的吸附能力接近。但從吸附速度和吸附量來(lái)說(shuō)AB-8型樹(shù)脂都優(yōu)于其他三種樹(shù)脂。因此選擇AB-8型樹(shù)脂用于紫馬鈴薯花色苷的純化。

圖4 不同樹(shù)脂的吸附動(dòng)力學(xué)曲線(xiàn)Fig.4 Adsorption kinetics curves of resins

2.2.3 解析乙醇濃度的選擇 如圖5所示,當(dāng)乙醇濃度小于60%時(shí),解析率隨著乙醇濃度的增加顯著提高,當(dāng)乙醇濃度大于60%時(shí),解析率增加量不顯著甚至有所下降。因此,考慮到試驗(yàn)成本問(wèn)題,選擇60%的乙醇溶液對(duì)紫馬鈴薯花色苷進(jìn)行洗脫。

圖5 乙醇濃度對(duì)解析效果的影響Fig.5 The effect of ethanol concentration on resolution

2.2.4 樹(shù)脂的動(dòng)態(tài)吸附和解析 如圖6所示,流出液中花色苷的濃度隨著進(jìn)樣量的增加而增加,當(dāng)進(jìn)樣量達(dá)到9 BV(430 mL)時(shí),流出液中花色苷濃度大于樣品濃度的10%,此時(shí)即認(rèn)定樹(shù)脂達(dá)到吸附飽和。如圖7所示,隨著洗脫液體積的增加,洗脫液中花色苷的含量逐漸降低,當(dāng)洗脫液體積達(dá)到6 BV(290 mL)時(shí),流出液中花色苷的含量不再顯著降低,洗脫液體積達(dá)到7 BV后,洗脫液中花色苷含量極少,綜合試驗(yàn)成本考慮,選擇6 BV洗脫液進(jìn)行洗脫。

圖6 AB-8樹(shù)脂純化紫馬鈴薯花色苷的泄露曲線(xiàn)Fig.6 Leakage curve of resin purification ofpurple potato anthocyanins by AB-8 resin

圖7 AB-8樹(shù)脂純化紫馬鈴薯花色苷的解析曲線(xiàn)Fig.7 Analytical curve of purple potatoanthocyanins by AB-8 resin

2.3 紫馬鈴薯花色苷的穩(wěn)定性分析

2.3.1 光照對(duì)紫馬鈴薯花色苷穩(wěn)定性的影響 光照會(huì)降低花色苷穩(wěn)定性,長(zhǎng)時(shí)間的光照會(huì)導(dǎo)致花色苷的降解和顏色的變化[25]。如圖8所示,在不同光照條件下,提取液中花色苷的含量均隨著照射時(shí)間的增加而減少。其中,245 nm短波紫外線(xiàn)照射條件下花色苷含量下降速度最快,避光條件下最慢。由此證明短波紫外線(xiàn)照射對(duì)花色苷的穩(wěn)定性影響較大,其次為室內(nèi)散射光。有研究表明,365 nm的長(zhǎng)波紫外線(xiàn)對(duì)花色苷的穩(wěn)定性影響較明顯小于254 nm的短波紫外線(xiàn)[26]。因此,紫馬鈴薯花色苷在運(yùn)輸或貯藏過(guò)程中應(yīng)盡量避免光照,尤其是短波紫外線(xiàn)的照射。

圖8 光照對(duì)紫馬鈴薯花色苷穩(wěn)定性的影響Fig.8 Effect of light on thestability of purple potato anthocyanins

2.3.2 pH對(duì)紫馬鈴薯花色苷穩(wěn)定性的影響 在水溶液中,花色苷結(jié)構(gòu)根據(jù)pH的變化而變化,在不同pH條件下以各種化學(xué)形式存在[27]。隨著pH從酸性升高到堿性,花色苷變得越來(lái)越去質(zhì)子化,從而導(dǎo)致其異構(gòu)形式發(fā)生變化,顏色也從紅色逐漸變?yōu)樗{(lán)紫色,pH越高花色苷的穩(wěn)定越低[28]。如圖9所示,在相同加熱條件下,紫馬鈴薯花色苷的保存率與pH成反比關(guān)系。當(dāng)pH>5時(shí),保存率下降速度明顯增加。因此,在馬鈴薯的加工運(yùn)輸和貯藏過(guò)程中應(yīng)盡量在酸性環(huán)境下進(jìn)行。

圖9 pH對(duì)紫馬鈴薯花色苷穩(wěn)定性的影響Fig.9 Effect of pH on thestability of purple potato anthocyanins

2.3.3 溫度對(duì)紫馬鈴薯花色苷穩(wěn)定性的影響 食品的生產(chǎn)過(guò)程中經(jīng)常涉及到加熱。加熱會(huì)使微生物失活釋放其中的內(nèi)源降解酶,例如多酚氧化酶[29]等。同時(shí)熱處理也會(huì)通過(guò)非酶反應(yīng),使花色苷等生物活性物質(zhì)發(fā)生降解[30]。有研究表明富含花色苷的植物在較高的加工溫度下,生物活性化合物含量大幅下降[31],因此研究溫度對(duì)花色苷穩(wěn)定性的影響對(duì)實(shí)際應(yīng)用有重要意義。如圖10所示,花色苷保存率與溫度成反比。60～80 ℃時(shí),下降速度比較緩慢,說(shuō)明紫馬鈴薯花色苷在高溫下具有較好的穩(wěn)定性。當(dāng)溫度達(dá)到90 ℃時(shí),紫馬鈴薯花色苷的保存率顯著降低。因此,在加工運(yùn)輸和貯藏過(guò)程中應(yīng)盡量避免90 ℃以上的高溫,在冷藏或室溫條件下保存最佳。

圖10 溫度對(duì)紫馬鈴薯花色苷穩(wěn)定性的影響Fig.10 Effect of temperature on the stability of PPA

2.3.4 金屬離子對(duì)紫馬鈴薯花色苷穩(wěn)定性的影響 金屬離子和黃烊鹽類(lèi)之間形成的螯合物賦予了鮮花顏多樣的顏色[32]。因此,如果某些金屬離子是飲食中必需的礦物質(zhì)之一且和花色苷的相互作用是穩(wěn)定的,那么兩者就可以應(yīng)用在同一食品中。如圖11所示,紫馬鈴薯花色苷在含有Mg2+、K+、Na+、Zn2+、Ca2+離子的溶液中狀態(tài)穩(wěn)定。在含有Al3+的溶液中,保存率有所增加,說(shuō)明Al3+對(duì)其有增色作用,這是因?yàn)锳l3+與花色苷進(jìn)行絡(luò)合后可以避免其氧化來(lái)穩(wěn)定藍(lán)色醌型堿[33]。而在含有Cu2+的溶液中產(chǎn)生沉淀。因此,在加工運(yùn)輸和貯藏過(guò)程中,可適當(dāng)添加Mg2+、K+、Na+、Zn2+、Ca2+離子,應(yīng)避免與Cu2+離子接觸。

圖11 金屬離子對(duì)紫馬鈴薯花色苷穩(wěn)定性的影響Fig.11 Effect of metal ions on the stability of PPA

3 結(jié)論

本文以新鮮紫馬鈴薯為原料,優(yōu)化了紫馬鈴薯花色苷的提取工藝,確定了紫馬鈴薯花色苷的分離純化工藝并對(duì)其穩(wěn)定性進(jìn)行了研究。最佳純化條件為:AB-8型大孔吸附樹(shù)脂,上樣量9 BV,采用6 BV 60%乙醇溶液洗脫,上樣和洗脫速度均為2.0 mL/min,純化后的提取液濃度為(6.43±0.37)mg/mL。穩(wěn)定性研究結(jié)果表明:紫馬鈴薯花色苷在光照條件下穩(wěn)定性較差,受短波紫外線(xiàn)影響大,避光條件下較穩(wěn)定,因此在貯存或使用過(guò)程中應(yīng)避免長(zhǎng)時(shí)間暴露在光線(xiàn)中;具有較好的熱穩(wěn)定性,但是在90 ℃以上的高溫下易分解,因此應(yīng)盡量避免90 ℃以上的高溫,在冷藏或室溫條件下保存最佳;在含有Al3+、Mg2+、K+、Na+、Zn2+、Ca2+離子的溶液中狀態(tài)穩(wěn)定,可以在應(yīng)用時(shí)適當(dāng)添加,在含有Cu2+的溶液中產(chǎn)生沉淀,應(yīng)用中應(yīng)避免與Cu2+接觸;在酸性環(huán)境下有很強(qiáng)的穩(wěn)定性,堿性環(huán)境下易分解,應(yīng)盡量避免在堿性環(huán)境中使用。在后續(xù)的試驗(yàn)研究中，可以嘗試對(duì)紫色馬鈴薯花色苷的具體組成和各組分含量進(jìn)行分析，進(jìn)一步確定其主要成分，還可對(duì)其在生物體內(nèi)的利用度進(jìn)行研究，為紫色馬鈴薯花色苷的工業(yè)化生產(chǎn)奠定良好的理論和實(shí)踐基礎(chǔ)。