向云青 權菲菲 溫 慧 袁國棟 崔 菊 黃術強

1(中國科學院深圳先進技術研究院 深圳 518055)

2(中國科學院大學 北京 100049)

3(中國科學院半導體研究所 半導體超晶格國家重點實驗室 北京 100083)

4(北京醫(yī)院 國家衛(wèi)生健康委北京老年醫(yī)學重點實驗室 北京 100730)

1 引 言

腸道是人體重要的消化和吸收器官，主要包括小腸和大腸。其中，小腸內(nèi)壁上存在著大量褶皺狀絨毛結構，能夠大大增加吸收面積，并且腸腔中的黏液層對于阻止病原菌入侵腸道細胞具有顯著作用。同時，大約有 1 000 種細菌生存于腸道部位[1]，參與營養(yǎng)吸收、藥物代謝、免疫系統(tǒng)成熟及致病菌防御等過程[2]。現(xiàn)有研究表明，一旦腸道菌群失去平衡，腸道結構與功能將會受到破壞，甚至打破免疫穩(wěn)態(tài)，導致一系列的腸道疾病，如炎癥性腸病(Inflammatory Bowel Disease)、腸癌等[3-4]。目前在人體腸道生理學研究、藥物研發(fā)中，常用的仍是體外細胞培養(yǎng)模型和哺乳動物模型[5]。雖然體外細胞培養(yǎng)技術已經(jīng)有了相當大的進步，但現(xiàn)有的二維細胞培養(yǎng)模型仍然不能完全模擬腸道結構和腸道微環(huán)境，難以實現(xiàn)人體腸道復雜的生理功能[6]。同時，動物實驗需要較長周期、成本較高，且動物與人體的生理狀態(tài)存在較大差異，難以準確地預測人體腸道的生理響應[7-8]。為更好地模擬腸道復雜的結構和功能，克服現(xiàn)有細胞培養(yǎng)和動物模型的局限，研究者們在體外細胞模型的基礎上做了大量努力。如將微系統(tǒng)工程、微加工技術應用到細胞生物學研究中[9]，通過在微流控芯片上構建出人體腸道仿生系統(tǒng)，開發(fā)了腸道芯片技術[10-12]。該方法的優(yōu)勢在于將微流體技術與微加工技術進行集成，能夠在微米尺度上精確控制動態(tài)流體的流動和壓力變化，以模擬腸腔內(nèi)物質運輸。該方法中，細胞在外界微環(huán)境的不斷刺激下，展現(xiàn)出一些復雜的生理功能。隨著微流控技術的不斷進步，腸芯片得到了快速發(fā)展，已被用于藥物測試與研發(fā)、腸道病理研究和腸道微生物研究等領域[13-16]。

在腸道器官芯片發(fā)展的過程中，腸芯片主要分為兩種類型:二維夾膜腸芯片和三維絨毛腸芯片。初期的夾膜腸芯片結構包含由半透膜分隔的兩個通道，分別為上通道和下通道。將人結直腸癌細胞 Caco-2 接種于半透膜上，可在芯片內(nèi)生長形成致密單層上皮細胞，進而模擬人體腸道上皮屏障[17-19]。絨毛腸芯片可分為兩類，一類是在二維夾膜腸芯片的基礎上，通過有規(guī)律的拉伸多孔膜，使 Caco-2 細胞長成類腸絨毛結構，并分化出腸道上皮細胞的多種功能，提高代謝酶活性、黏液表達量，并且實現(xiàn)與微生物的共培養(yǎng)[20-21]；另外一種形成絨毛的方式是將細胞培養(yǎng)于三維支架上，細胞可生長形成“指狀結構”[22-24]，但此類方式大都是靜態(tài)培養(yǎng)，缺乏動態(tài)的流體環(huán)境，無法對體內(nèi)腸道微環(huán)境進行完整的模擬[25-26]。

本研究旨在體外環(huán)境下構建一種腸道器官芯片，通過將微流控技術和細胞生物學相結合，并采用 Caco-2 細胞和可分泌黏液的 HT-29 細胞共培養(yǎng)體系，使其在特殊的微結構上生長形成三維絨毛結構并表達腸上皮細胞的多種功能，同時利用微通道的流體流動模擬腸腔中的營養(yǎng)運輸。這類腸芯片既重現(xiàn)了腸道的絨毛結構和黏液層，又增加了流體體系，可為后續(xù)腸道微生物的相關研究、腸道生理學研究提供一個簡便有效的平臺。

2 材料與方法

2.1 材料

Caco-2 細胞和 HT-29 細胞均購于國家實驗細胞資源共享平臺；聚二甲基硅氧烷(Polydimethylsiloxane，PDMS)液體單體與固化劑購于美國 Dow Corning 公司；光刻膠 SU-8 2100 購于美國 Microchem 公司；全氟辛基三氯硅烷購于美國 Sigma-Aldrich 公司；胎牛血清購于美國 Gibco 公司；青霉素-鏈霉素溶液雙抗、胰酶和 DMEM 培養(yǎng)基購于美國 Hyclone 公司；ZO-1 抗體購于美國 Thermo Fisher Scientific 公司；MUC2 抗體購于美國 Santa Cruz Biotechnology 公司；DAPI 染色液購于廣州杰特偉生物科技有限公司；肉湯培養(yǎng)基(Luria-Bertani Broth，LB Broth) 和瓊脂培養(yǎng)基(Luria-Bertani Agar，LB Agar)購于廣東環(huán)凱微生物科技有限公司；等離子清洗儀購于美國 Harrick Plasma 公司；激光共聚焦顯微鏡為日本尼康公司生產(chǎn)制造；CO2細胞培養(yǎng)箱購于美國 Thermo Fisher Scientific 公司。

2.2 方法

2.2.1 硅片結構設計與制作

硅模板采用 p 型(100)單晶硅襯底進行 V 型槽制備，硅片電阻率為 1～10 Ω·cm。在制備 V 型槽前，先采用標準 RCA 方法對硅片進行清洗，并利用等離子增強化學氣相沉積(PECVD)在硅片表面蒸發(fā)一層 500 nm 厚的 SiO2。然后，利用預先設計好的光刻版進行光刻工藝，其中光刻版的設計主要根據(jù)微流控芯片對硅片模板尺寸的要求進行。經(jīng)過光刻工藝之后，得到圖形化的 SiO2掩蓋的單晶硅襯底，隨后將其放到四甲基氫氧化銨和異丙醇混合溶液中。其中，四甲基氫氧化銨濃度在 5%～25% 內(nèi)調(diào)節(jié)、異丙醇在 5%～20% 內(nèi)調(diào)節(jié)，溶液溫度在 50～90 ℃ 內(nèi)調(diào)節(jié)，反應時間為 20～60 min。利用混合溶液對 Si(100)和 Si(111)晶面腐蝕速率的差異，可以對 Si(100)襯底進行各向異性腐蝕。最后，利用緩沖氧化物刻蝕液將表面的 SiO2層去除，得到所需的圖形化硅模板。

2.2.2 微流控芯片制作

(1)通道 PDMS 層制作

首先，將潔凈硅片放入等離子清洗儀中高檔清洗 20 min，接著利用勻膠機將光刻膠 SU-8 2100 鋪滿整個硅片，其中勻膠轉速為1 750 r/min、勻膠時間設置為 30 s。隨后將硅片放在熱板上 95 ℃、30 min，放涼進行去邊后，再放于熱板上 95 ℃ 前烘 1.5 h。然后，將掩膜放在光刻膠合適的位置進行紫外曝光，曝光后 95 ℃ 后烘 30 min。將硅片從熱板上拿下，使用顯影液洗去光刻膠，再用異丙醇輔助顯影。最后，將顯影完全的硅片放于烘箱內(nèi) 180 ℃ 堅膜 30 min，完成芯片模板制備。

將 PDMS 單體與固化劑以質量比 10∶1 進行配制，并將 PDMS 混合物澆筑在芯片通道模板上，真空除氣后放到 80 ℃ 烘箱 0.5 h，冷卻后將 PDMS 從模板上剝離并切割整齊，同時使用外徑 1.5 mm 的打孔器打孔作為出入口。

(2)微結構膜制作

將圖形化的硅片模板放入真空干燥器中，同時加入熏蒸液全氟辛基三氯硅烷 20 μL，真空泵抽氣 10 min 后關閉閥門，放置過夜。硅模板經(jīng)表面修飾后，將 PDMS 與固化劑以質量比 15∶1 配制，并進行真空除氣，隨后將其倒在結構硅模板上并采用勻膠機使 PDMS 鋪滿硅片表面，以 800 r/min 的轉速持續(xù)勻膠 30 s，待放置 2～3 min 后，將硅片放到 80 ℃ 烘箱 30 min 后取出，冷卻后從邊緣處揭起 PDMS 結構膜。

(3)芯片封接

將結構膜、載玻片一同放入等離子清洗儀進行第一次封接，隨后將封接好的載玻片和上通道 PDMS 塊再次封接。其中，第二次封接時滴加 20 μL 無水乙醇于結構膜上，顯微鏡下將結構膜和上通道 PDMS 塊對準，待自然風干后，放 80 ℃ 烘箱約 10 min，完成微流控芯片的制作。

2.2.3 細胞培養(yǎng)

Caco-2 細胞和 HT-29 細胞都采用含 20% 胎牛血清、1% 青霉素-鏈霉素溶液雙抗的 DMEM 高糖培養(yǎng)基進行培養(yǎng)，培養(yǎng)條件為 37 ℃、5% CO2。

芯片中的細胞培養(yǎng):芯片制作好后在實驗開始前，先進行紫外消毒 2 h，并將 30 μL 濃度為 3.55 mg/mL 的膠原溶液加到 1 mL 的 DMEM 溶液當中配制終濃度為 100 μg/mL 的膠原溶液。隨后吸取配好的膠原溶液，注入到芯片通道入口中，使溶液進入芯片且不產(chǎn)生氣泡，放入培養(yǎng)箱中 1～2 h，以對芯片通道進行表面膠原修飾。然后，將軟管與芯片連接并過夜灌注培養(yǎng)基。最后，使用胰酶將 Caco-2 細胞和 HT-29 細胞消化下來，并制成混合懸液，將密度為 5×106cell/mL 的細胞懸液接種于通道中。待細胞沉降 2 h 后，打開注射泵以 40 μL/h 的流速培養(yǎng) 5 天。

2.2.4 細菌培養(yǎng)

實驗所用菌株由腸道益生菌大腸桿菌 Nissle 1917 改造而來，導入質粒 J23101-RFP- kana 可得到表達紅色熒光的菌株。

將從－80 ℃ 冰箱取出凍存的菌種放置在冰上，于超凈臺中使用無菌中槍頭蘸取菌種并于對應抗性 LB 瓊脂平板上劃線(此處使用卡納抗性平板)。隨后，將平板放置在 37 ℃ 培養(yǎng)箱過夜培養(yǎng)。第二天取出該平板觀察菌落生長情況，并于超凈臺中挑取生長旺盛且單獨生長的單菌落，接種于裝有 2 mL 對應抗性(此處為卡納抗性)新鮮培養(yǎng)基的無菌培養(yǎng)管中，37 ℃、200 r/min 搖菌過夜培養(yǎng)。

芯片中的細菌培養(yǎng):首先，細菌共培養(yǎng)前 12 h 將芯片所用培養(yǎng)基換成含有卡納霉素的細胞培養(yǎng)基，進行連續(xù)灌注。其次，將培養(yǎng)好的細菌菌液于 8 000 r/min 室溫下離心 3 min，去上清，用磷酸緩沖液(Phosphate Buffer Solution，PBS)清洗 3 次后，再次離心、棄去上清，使用細胞培養(yǎng)基重懸。最后，使用一次性 1 mL 無菌注射器吸取適量菌懸液，從芯片出口處打入芯片通道中，待細菌沉降 1 h 后，重新打開注射泵。在細菌培養(yǎng)過程中，將芯片置于激光共聚焦顯微鏡下觀察細菌的生長增殖情況。

2.2.5 細胞表征

將腸芯片從培養(yǎng)箱拿出，先用 PBS 沖洗通道 3 次，接著將 4% 多聚甲醛注入通道中固定細胞，并將芯片置于細胞培養(yǎng)箱中孵育 15 min。然后，使用 PBS 沖洗通道去除固定劑，并向通道注入 0.3% (v/v) Triton X-100 溶液，室溫下孵育芯片 15 min。孵育完成后再次使用 PBS 對通道進行沖洗，并注入 5% (w/v)牛血清蛋白封閉液，在室溫下孵育 2 h。最后，為進行細胞間緊密連接表征，將 1 μg/mL ZO-1/MUC2 染料注入通道，4 ℃ 孵育過夜后，向通道注入 DAPI 染色液孵育 10 min，再次使用 PBS 清洗后，避光于激光共聚焦顯微鏡下觀察。

3 實驗結果

3.1 微流控芯片性能評價

本實驗選擇 PDMS 作為制作芯片的材料。該材料是微流控芯片材料中最常用的高分子聚合物，具有無毒、透氣性好、成本低等優(yōu)點，同時具有優(yōu)越的生物兼容性。PDMS 基底屬于軟基底，更符合腸上皮細胞的基底軟硬程度，有利于芯片內(nèi)細胞的培養(yǎng)和觀察。芯片模板采用基于 SU-8 負膠的光刻技術，制作好的模板具備良好的力學性能，可反復翻印成 PDMS 芯片，方便使用并提高實驗效率。在進行 SU-8 光刻時，由于本實驗所需膠層較厚，若實驗過程中光刻膠溶劑揮發(fā)不充分，則易發(fā)生厚度不均勻的情況且光刻膠固化后應力太大，將會導致模板從硅基片上脫落。為避免這些問題產(chǎn)生，本文對相應制作工藝進行了改進。前烘時，使溫度緩慢升高到 95 ℃，以延長前烘時間，前烘結束后溫度從 95 ℃ 緩慢下降到室溫，這樣可避免光刻膠溶劑揮發(fā)不均勻。同時，堅膜溫度亦采用“緩升緩降”操作，且堅膜時間不宜太久(應保持在 30 min 左右)，以確保模板不會出現(xiàn)脫落現(xiàn)象。

本文設計的微流控芯片結構包括三部分:載玻片基底、帶有微結構的 PDMS 膜和 PDMS 微通道層。微結構 PDMS 膜利用 PDMS 從帶有微結構的硅片上翻印而成，用來模擬腸道絨毛的褶皺狀結構，其中微結構硅片模板基于 p 型(100)單晶硅襯底進行 V 型槽制備，由一個個四棱錐(高 50 μm、底面為 100 μm 長的正方形)整齊排列而成。該四棱型基底膜增加了腸上皮細胞在芯片中的附著面積，且結構坡度適宜，與其他“指狀結構”相比可防止細胞堆積在結構底部，有利于細胞的附著和生長。芯片中的微通道長1 cm、寬 1.5 mm、高 330 μm，代表著人體腸腔，培養(yǎng)基通過此通道不斷地為細胞提供新鮮的營養(yǎng)，并沖走細胞的代謝產(chǎn)物。整個芯片制備流程如圖 1 所示，首先將微結構膜與潔凈載玻片在表面處理后進行第一次封接，然后將帶有結構膜的載玻片與通道層 PDMS 塊進行第二次封接，至此完成整個芯片制作。具體芯片實物圖如圖 2 所示。

3.2 腸道器官芯片搭建

圖 1 芯片制備流程示意圖Fig. 1 Schematic diagram of chip fabrication

圖 2 芯片實物圖Fig. 2 View of microfluidic chip

在成功制作微流控芯片的基礎上，開始進行腸芯片體系的構建。本文設計的腸芯片旨在模擬腸道的三維絨毛結構和動態(tài)微環(huán)境，在體外實現(xiàn)腸上皮屏障功能，并支持與腸道微生物的共培養(yǎng)。因此，微流控腸芯片主要由 Caco-2 細胞和 HT-29 細胞在膠原修飾的微結構膜上進行共培養(yǎng)形成類絨毛結構。具體地，Caco-2 細胞和 HT-29 細胞以 75∶25 比例制成混合懸液接種于通道中。該比例能確保腸道上皮屏障功能并表達黏液。其中，Caco-2 細胞模擬腸上皮吸收細胞；HT-29 細胞模擬分泌黏液的杯狀細胞；微通道的流動流體模擬腸道微環(huán)境中的營養(yǎng)運輸和物質流動，且為了與真實腸道體內(nèi)的流體剪切力相匹配，腸芯片的流速設計為 40 μL/h[27]。為了使細胞能更好地黏附在通道內(nèi)，提前一天對芯片進行膠原蛋白修飾，并過夜灌注細胞培養(yǎng)基沖洗去掉多余的膠原，以利于細胞在芯片內(nèi)的生長。在腸芯片培養(yǎng) 5 天后，若細胞連接緊密并產(chǎn)生黏液，即表明展現(xiàn)出了腸道功能，可用于后續(xù)實驗。

3.3 腸道器官芯片功能表征

腸道上皮細胞間的緊密連接是腸道粘膜屏障調(diào)節(jié)的重要組成部分，也是相鄰腸上皮細胞之間最主要的連接方式。其由多種跨膜蛋白組成，包括 ZO 家族蛋白(ZO-1、ZO-2 和 ZO-3 蛋白)、Occludin 蛋白和 Claudin 蛋白等。通過對染色的 ZO-1 蛋白和細胞核進行激光共聚焦顯微觀察發(fā)現(xiàn)，經(jīng)過 5 天培養(yǎng)后，細胞長成類絨毛結構且細胞間形成緊密連接。其中，ZO-1 蛋白均勻分布在細胞膜周邊且邊緣清晰，被 DAPI 標記的細胞核清晰可見，具體如圖 3(a)所示。同時通過對黏蛋白 MUC2 的免疫熒光染色和激光共聚焦顯微觀察發(fā)現(xiàn)，與單獨在芯片中培養(yǎng) Caco-2 細胞相比，Caco-2 細胞和 HT-29 細胞共培養(yǎng)體系中的綠色點狀區(qū)域更多，所產(chǎn)生的黏液是 Caco-2 細胞單獨培養(yǎng)時的 4 倍，具體如圖 3(b、c)所示。這表明共培養(yǎng)體系與真實的人體腸道微環(huán)境更為類似，能夠具有腸上皮的屏障功能。

3.4 腸芯片上細胞與細菌共培養(yǎng)

腸道微生物群落是人類腸道系統(tǒng)中重要的組成部分之一。為驗證所設計的腸芯片對細菌與宿主共培養(yǎng)的支持情況，將帶有紅色熒光質粒的腸道益生菌大腸桿菌 Nissle 1917 接種在腸芯片上并進行培養(yǎng)，實時觀察細菌的定殖、分布及生長情況。其中，細菌接種到芯片上經(jīng)沉降后，未沉降的細菌將被培養(yǎng)基沖走。圖 4 顯示，經(jīng)過 12 h 在芯片上的共培養(yǎng)后，大腸桿菌 Nissle 1917 仍然粘附在細胞表面，且與 3 h 時相比，12 h 時細菌的紅色熒光明顯增強，可以觀察到細菌的生長增殖。從細菌分布部位來看，細菌主要分布在結構底處，如圖 4 所示。為研究細菌與細胞的共培養(yǎng)對細胞活性造成的影響，本研究將大腸桿菌 Nissle 1917 接種于腸芯片中共培養(yǎng) 12 h 后，對細胞功能進行了表征。結果顯示，腸上皮細胞依然具備完整的緊密連接并產(chǎn)生黏液，具體如圖 5 所示。由此可見，該腸道芯片可以在不影響腸上皮細胞活性的基礎上支持腸道細菌與腸上皮細胞的共培養(yǎng)并可進行實時觀察。

圖 3 腸芯片功能表征Fig. 3 Functional characterization of gut-on-a-chip

圖 4 腸道細菌在芯片中的生長Fig. 4 Growth of intestinal bacteria in gut-on-a-chip

圖 5 細菌共培養(yǎng)后的腸芯片功能表征Fig. 5 Functional characterization of gut-on-a-chip after co-culture with bacteria

4 討論與分析

人體腸道微生物在腸道健康中起著重要作用，因此發(fā)展用于研究宿主-微生物相互作用的體外培養(yǎng)平臺在生物醫(yī)學領域變得格外重要。腸道芯片作為一個體外的仿生模型，能夠結合流體剪切力、動態(tài)機械應力來模擬腸道的結構與功能，連續(xù)的流體流動體系能夠及時清除細胞代謝廢物，并提供新鮮營養(yǎng)。有研究表明，與傳統(tǒng)體外二維細胞靜態(tài)培養(yǎng)模型相比，在腸芯片的流體剪切力的作用下，腸道上皮的緊密連接完整性得到增加，與腸上皮細胞分化相關的氨基肽酶表達量明顯提高，具有更好的腸道上皮屏障功能。并且腸芯片能結合長期拉伸的機械應力模擬腸道蠕動，誘使單層 Caco-2 細胞轉變成三維絨毛形態(tài)[28-29]。

目前傳統(tǒng)的細胞培養(yǎng)模型仍未能支持人類腸道細胞與活的腸道微生物穩(wěn)定共培養(yǎng) 1～2 天以上。這是因為在體外培養(yǎng)過程中，微生物細胞的生長速度遠超過哺乳動物細胞的生長速度。過度增長的微生物會迅速消耗掉培養(yǎng)基中的氧氣和營養(yǎng)物質，隨后產(chǎn)生過量的代謝廢物(如有機酸)，嚴重危害腸道屏障功能甚至導致腸上皮細胞死亡。而基于微流控技術的腸芯片能夠利用精準的流體控制，使得只有緊緊粘附在腸道細胞表面黏液層的細菌能繼續(xù)生長，而其余細菌及代謝廢物將隨著培養(yǎng)基的沖洗而被清除，確保了細菌不會過度增殖，同時避免了因養(yǎng)分不夠或有毒代謝廢物對腸上皮細胞造成破壞，因此能將共培養(yǎng)周期至少延長至一周，為腸道微生物與腸道細胞長期體外共培養(yǎng)提供了一種可靠方法。Kim 等[30]在腸芯片上實現(xiàn)了綠色熒光標記的非致病性大腸桿菌與腸上皮細胞的長時間共培養(yǎng)，并觀察到腸絨毛上綠色熒光標記的大腸桿菌在 3 天內(nèi)從單個細菌生長到多個菌落。Shin 等[16]使用雙歧桿菌 Bifidobacterium adolescentis 和霍氏真桿菌 Eubacterium hallii 在腸芯片上與腸道細胞進行共培養(yǎng)，研究發(fā)現(xiàn)兩株細菌分別與上皮細胞共培養(yǎng)一周后，腸道上皮細胞活力未受影響，且兩株細菌都逐漸定殖于腸芯片中。上述研究表明，腸芯片在體外進行腸道微生物與腸道細胞共培養(yǎng)方面具有巨大潛力，可為研究腸道微生物與宿主的關系提供新的思路。

此外，大量研究中使用微結構支架來模擬絨毛的實驗都通過靜態(tài)培養(yǎng)方式來實現(xiàn)，雖然微結構能增加腸上皮細胞的生長面積、模擬腸道絨毛和隱窩結構，但在腸道微生物研究中，細菌和腸道細胞的共培養(yǎng)時間只局限在 4 h 內(nèi)[26]，限制了對腸道微生物與腸道生理功能間長期的動態(tài)關系分析。本研究開發(fā)了一種腸道器官芯片模型，在動態(tài)培養(yǎng)環(huán)境下形成絨毛結構，通過激光共聚焦顯微鏡成像可觀察紅色熒光標記的大腸桿菌 Nissle 1917 在腸芯片中 12 h 的增殖情況，結果顯示經(jīng)過 12 h 培養(yǎng)后腸道上皮細胞依然保持良好的活力。這表明集成了類絨毛微結構的腸芯片能夠實現(xiàn)穩(wěn)定的細菌與腸上皮細胞的共培養(yǎng)，且共培養(yǎng)時間至少達到 12 h，甚至更長時間，為體外分析益生菌與腸道功能間的關系提供研究基礎，有助于腸道生理學研究。

然而本文在研究方法上也具有不足，如對細菌生長的研究多基于熒光圖像定性分析，更準確的方法應結合流式細胞儀計數(shù)、光密度值測定等研究手段進行定量分析。此外，本研究關注于細菌自身的生長，且在腸芯片中的培養(yǎng)時間只限于 12 h，沒有對更長期的培養(yǎng)時間進行研究。因此，在未來的工作中，將會延長共培養(yǎng)周期，結合定量分析手段，考察細菌在長時間共培養(yǎng)過程中的生理特性變化情況及其對細胞的進一步影響，同時對所涉及的生物過程進行更深入的探析。

5 小 結

本文描述了一種基于微流控技術的三維腸芯片技術——利用 Caco-2 細胞和 HT-29 細胞共培養(yǎng)體系在芯片內(nèi)形成具備黏液層的類絨毛結構，并實現(xiàn)了微生物與腸道細胞的共培養(yǎng)。實驗結果顯示，該腸道器官芯片具有腸道的絨毛三維結構和屏障功能，其中 Caco-2 細胞和 HT-29 細胞共培養(yǎng)方法大大提高了黏液的表達量，且支持腸道細菌與腸道細胞的共培養(yǎng)，可對細菌的生長增殖情況進行實時觀察。該腸芯片以其仿生優(yōu)勢，可為體外進行宿主-腸道微生物相互作用分析、腸道生理學等研究提供一個有效的平臺，同時可促進藥物開發(fā)和藥物測試研究，有望成為動物模型的有力替代。