常志成， 溫海深， 張美昭， 李吉方， 李 昀， 張凱強(qiáng)， 王 偉， 劉 陽， 田 源， 王曉龍

(海水養(yǎng)殖教育部重點(diǎn)實(shí)驗室(中國海洋大學(xué))，山東 青島 266003)

溶解氧作為維持水生動物生存的基本條件，是影響水生動物生長、呼吸、物質(zhì)和能量代謝等的重要環(huán)境因子[1]。水體周期性低氧和連續(xù)性低氧是水產(chǎn)養(yǎng)殖中的常見現(xiàn)象[2]，在人類活動的影響下，近岸海域底層水體缺氧現(xiàn)象也呈不斷上升趨勢[3-4]。而養(yǎng)殖動物在低氧環(huán)境下，易引起機(jī)體的應(yīng)激反應(yīng),尤其是低氧后突然恢復(fù)到常氧狀態(tài)更易加劇氧化脅迫，導(dǎo)致機(jī)體氧化損傷[5]。為避免低氧給機(jī)體帶來的損傷，魚類已經(jīng)形成了較為完備的生理響應(yīng)，包括增加呼吸效率[6]、增強(qiáng)血氧親和力[7]、提高血氧循環(huán)率[8]、改變代謝率以降低能量消耗[9]等來應(yīng)對低氧環(huán)境。研究低氧條件下魚類生理水平變化及其應(yīng)激效應(yīng)不僅對水產(chǎn)養(yǎng)殖具有指導(dǎo)意義,還可為探討魚類適應(yīng)低氧環(huán)境的策略提供參考數(shù)據(jù)。

花鱸(Lateolabraxmaculatus)俗稱海鱸、寨花等，隸屬于鱸形目(Perciformes)鮨科(Serranidae)花鱸屬(Lateolabrax)[10],是我國重要的海產(chǎn)經(jīng)濟(jì)魚類，在海水、半咸水、淡水或河口地區(qū)均可存活與生長[11]。隨著花鱸養(yǎng)殖業(yè)的快速發(fā)展，花鱸在人工育苗[12-13]、繁殖生理以及人工養(yǎng)殖模式[14-15]等方面已經(jīng)積累了較為豐富的經(jīng)驗。目前關(guān)于低氧對水生動物的影響研究主要集中在蝦蟹類[16-17]以及部分魚類[18-20]，而低氧對花鱸的生理影響機(jī)理鮮有報道。本實(shí)驗通過研究低氧脅迫與恢復(fù)對花鱸幼魚血液生理生化以及肝臟、鰓和肌肉的氧化應(yīng)激與能量利用的影響，探討花鱸對溶氧的適應(yīng)性，豐富花鱸的生物學(xué)與生理學(xué)研究內(nèi)容，為提高花鱸工廠化養(yǎng)殖技術(shù)、促進(jìn)花鱸苗種的選育以及健康養(yǎng)成提供理論支持，以期為花鱸養(yǎng)殖產(chǎn)業(yè)的健康發(fā)展提供重要的參考依據(jù)。

1 材料與方法

1.1 試驗魚種

試驗所用花鱸為東營市利津縣雙瀛水產(chǎn)苗種有限責(zé)任公司魚苗繁育基地繁殖的幼魚，試驗選用體質(zhì)健壯、活力旺盛的幼魚進(jìn)行，試驗用魚體長為(21.43±0.77)cm、體重為(149.20±19.22)g。運(yùn)回實(shí)驗室后放置于500 L的塑料圓桶(d=0.8 m，depth=1 m)暫養(yǎng)2周，暫養(yǎng)期間連續(xù)充氣保持溶氧在7.5～8.0 mg/L，溫度保持在19～21℃，鹽度30，模擬自然光周期14L∶10D。每天09:00和17:00投餌2次，投餌后清理殘餌并換水。試驗開始前一天停止投食。

1.2 試驗設(shè)計

試驗在3個500 L的塑料圓桶內(nèi)進(jìn)行，開始試驗前通過往3個圓桶內(nèi)連續(xù)快速注入氮?dú)鈦斫档腿苎鹾浚肶SIDO200溶氧儀來實(shí)時監(jiān)測溶氧量的變化，通過調(diào)節(jié)注入空氣和氮?dú)獾亩嗌賮砭S持所需要的溶解氧含量。在溶氧量達(dá)到2 mg/L時從暫養(yǎng)桶往試驗圓桶內(nèi)放置約40尾花鱸幼魚，等花鱸適應(yīng)10 min后開始計時，此時溶氧含量(1.56±0.24)mg/L。試驗分為低氧脅迫與常氧恢復(fù)兩個階段，低氧脅迫時間分別為3、6、12和24 h , 常氧恢復(fù)時間在低氧脅迫24 h取樣后立即進(jìn)行，復(fù)氧時間分別為3和12 h ，恢復(fù)常氧后溶氧含量(7.72±0.18)mg/L。

1.3 樣品采集與處理

在低氧脅迫與常氧恢復(fù)的各時間點(diǎn)進(jìn)行取樣，其中在暫養(yǎng)桶中所取樣品作為對照組，每個時間點(diǎn)每個試驗桶各采樣3尾，將其用放置于MS-222(200 mg/L)的海水中進(jìn)行快速麻醉，每尾魚尾靜脈采血約2 mL，其中抽取約0.5 mL注入含有0.1 mL EDTA-K2的分子管中制成抗凝血用于測血液生理指標(biāo)，其余約1.5 mL血液放于4 ℃靜置4～8 h，采用12 000 r/min，4 ℃，離心 10 min，取上清血清-20 ℃保存用于測血液生化指標(biāo)。

采血后快速解剖分別取花鱸的肝臟、鰓、肌肉于1.5 mL離心管中，迅速放置于液氮中，待測。將組織樣品在液氮條件下，用杵子研磨成粉末，放置于離心管上并準(zhǔn)確稱重，按重量體積比 1∶9(g/mL)向樣品中加入生理鹽水，振蕩混勻后采用轉(zhuǎn)速為 2 500 r/min，4 ℃，離心10 min，取上清液，保存于-20 ℃冰箱中，在 1 周內(nèi)進(jìn)行相關(guān)抗氧化酶指標(biāo)的測定。

1.4 樣品測定

血液生理指標(biāo)測定采用BS-1800全自動血液細(xì)胞分析儀(邁瑞，深圳)，測定指標(biāo)包括紅細(xì)胞數(shù)目(Red blood cell，RBC)、白細(xì)胞數(shù)目(White blood cell，WBC)、血紅蛋白含量(Hemoglobin ，HGB)和血小板數(shù)目(Blood platelet，PLT)。血清中的生化指標(biāo)采用BS-180全自動生化分析儀(邁瑞，深圳)及相配套的試劑盒進(jìn)行測定，包括總蛋白(Total protein，TP)，白蛋白(Albumin，ALB)，谷丙轉(zhuǎn)氨酶(Glutamate pyruvic transaminase，ALT)，谷草轉(zhuǎn)氨酶(Aspartate transaminase，AST)，堿性磷酸酶(Alkaline phosphatase，ALP)，乳酸脫氫酶(Lactate dehydrogenase，LDH)，總膽固醇(Total cholesterol，TC)，甘油三酯(Triglyceride，TG)。

試驗測定氧化應(yīng)激以及能量利用指標(biāo)，包括超氧化物岐化酶(Superoxide Dismutase，SOD)、過氧化氫酶(Catalase，CAT)、谷胱甘肽-S-轉(zhuǎn)移酶(Glutathione-S-transferase，GST)、丙二醛(Malonaldehyde,MDA)、蛋白含量以及糖原、乳酸含量所用試劑盒均采購于南京建成生物工程研究所。

蛋白質(zhì)濃度的測定采取考馬斯亮藍(lán)法，考馬斯亮藍(lán)遇蛋白質(zhì)顯現(xiàn)藍(lán)色，在 595 nm 波長處測其吸光度，再轉(zhuǎn)換為蛋白質(zhì)含量。超氧化物歧化酶采用黃嘌呤氧化酶法測定，在顯色劑作用下反應(yīng)系統(tǒng)呈現(xiàn)紫紅色，在450 nm 波長處測定其吸光度，通過公式轉(zhuǎn)化為酶活力值。定義 1 mg 組織蛋白在1 mL反應(yīng)液中SOD抑制率達(dá)50%時所對應(yīng)的SOD 量為一個活力單位(U)。過氧化氫酶采用鉬酸銨法測定，過氧化氫與鉬酸銨產(chǎn)生淡黃色的絡(luò)合物，在405 nm 波長處測定其吸光度，計算轉(zhuǎn)化為酶活力。定義1 mg組織蛋白1s分解1 μmol過氧化氫的量為一個活力單位(U)。谷胱甘肽-S-轉(zhuǎn)移酶是通過檢測谷胱甘肽在反應(yīng)體系前后濃度的變化來測定。定義1 mg組織蛋白，在37 ℃反應(yīng)1 min扣除非酶促反應(yīng)，使反應(yīng)體系中谷胱甘肽濃度降低1 μmol/L為一個活力單位。丙二醛采用硫代巴比妥酸法(TBA)進(jìn)行測定，反應(yīng)體系產(chǎn)生紅色產(chǎn)物，在 532 nm 波長處測其吸光度，計算轉(zhuǎn)換為丙二醛含量。糖原測定是利用糖原在濃硫酸作用下脫水生成糖醛衍生物，后者再與蒽酮作用形成藍(lán)色化合物，再與此法處理的標(biāo)準(zhǔn)葡萄糖溶液比色定量。乳酸測定是以NAD+為氫受體，LDH催化乳酸脫氫產(chǎn)生丙酮酸，使NAD+轉(zhuǎn)化成NADH。其中PMS遞氫使NBT還原為紫色呈色物，呈色物的吸光度在530 nm時與乳酸含量成線性關(guān)系。

1.5 數(shù)據(jù)分析

試驗數(shù)據(jù)用平均值±標(biāo)準(zhǔn)差表示，利用 SPSS 13.0 統(tǒng)計軟件進(jìn)行單因素方差分析(One-way ANOVA)以及 Duncan多重比較檢驗數(shù)據(jù)差異的顯著性，以P<0.05 為差異顯著。

2 結(jié)果與分析

2.1 低氧脅迫對花鱸幼魚血液生理生化指標(biāo)的影響

表1結(jié)果顯示，白細(xì)胞數(shù)目在脅迫6、12和24 h后顯著上升(P<0.05)，血紅蛋白在脅迫3、6、12和24 h后含量顯著上升(P<0.05)，紅細(xì)胞數(shù)目在脅迫3、6和12 h后顯著上升(P<0.05)，恢復(fù)常氧后均與對照組無顯著差異。血小板數(shù)目在脅迫3 h后顯著上升(P<0.05),其余時間無顯著差異。

表1 低氧脅迫與恢復(fù)對花鱸幼魚血液生理指標(biāo)的影響Table 1 Effects of hematological physiology parameters in juvenile Lateolabrax maculatus under hypoxia and recovery

注：C代表對照，D3、D6、D12、D24分別代表低氧脅迫3、6、12和24 h 。R3、R12分別代表脅迫后立即恢復(fù)3和12 h。同一列中不同字母上標(biāo)的數(shù)值相互之間差異顯著。下同。

Note: C on behalf of the control, D3, D6, D12 and D24, respectively, represent hypoxia stress 3 h, 6 h, 12 h, 24 h. R3 and R12 represent recovery 3 h, 12 h after hypoxia stress. Values with different superscript letters in the same row were significantly different from each other(P< 0.05).The same below.

表2結(jié)果顯示，低氧脅迫后谷丙轉(zhuǎn)氨酶與谷草轉(zhuǎn)氨酶活力在低氧脅迫3和6 h后顯著上升(P<0.05)，在脅迫12和24 h以及恢復(fù)常氧后與對照組無顯著差異。堿性磷酸酶在低氧脅迫后活力有下降趨勢，在脅迫6 h后活力顯著低于對照組(P<0.05)，其他時間點(diǎn)與對照組無顯著差異。乳酸脫氫酶活力在低氧3 h后顯著上升(P<0.05)，在低氧6、12和24 h與對照組無顯著差異，在復(fù)氧3和12 h后活力又顯著高于對照組(P<0.05)?？偟鞍?、白蛋白與總膽固醇在低氧脅迫12 h后含量顯著下降(P<0.05)，其余時間無顯著差異。甘油三脂在低氧脅迫12 h后含量顯著下降(P<0.05)，復(fù)氧后含量逐漸上升，在復(fù)氧12 h后含量顯著高于對照組(P<0.05)。

2.2 低氧脅迫與恢復(fù)下對肝、鰓、肌組織的氧化應(yīng)激

表3結(jié)果顯示，肝組織中，隨著脅迫時間的增加，SOD含量逐步增加，在低氧脅迫24 h的SOD含量顯著高于低氧脅迫3 h的SOD含量(P<0.05)；CAT活力在低氧脅迫階段沒有顯著差異，在恢復(fù)3 h后活力顯著低于初始對照組(P<0.05)；GST活力隨著低氧脅迫時間的增加而逐步增加，在低氧12和24 h時其活力顯著高于對照組(P<0.05)，隨著復(fù)氧時間的增加其活力逐步降低到正常水平，在復(fù)氧3 h時活力仍顯著高于對照組(P<0.05)，在復(fù)氧6和12 h差異不顯著；肝組織MDA含量在低氧3、6、12和24 h后顯著低于對照組(P<0.05)，并呈逐漸升高趨勢，在復(fù)氧3和12 h后其含量仍顯著低于對照組(P<0.05)。

鰓組織中SOD活力在低氧脅迫3 h后顯著低于初始對照組(P<0.05)，在低氧6和12 h后活力顯著升高(P<0.05)，在24 h后又降低到初始水平，在恢復(fù)12 h后含量又顯著低于正常值(P<0.05)；CAT活力在低氧3和12 h后顯著升高(P<0.05)，而在復(fù)氧3和12 h后活力顯著降低(P<0.05)；GST活力在低氧3 h時顯著高于對照組(P<0.05)，在復(fù)氧12 h后活力顯著低于對照組(P<0.05)；MDA含量在低氧3 h和復(fù)氧3 h后顯著高于對照組(P<0.05)，而在其他時間段沒有顯著差異。

肌組織SOD在低氧12和24 h后活力顯著低于初始對照組(P<0.05)，復(fù)氧后沒能恢復(fù)到正常水平(P<0.05)；肌組織CAT活力在低氧3、6、12和24 h顯著低于初始對照組(P<0.05)，并呈現(xiàn)逐步降低趨勢，在低氧24 h降到最低，復(fù)氧3和12 h后活力仍顯著低于對照組(P<0.05)；GST活力在低氧6 h后顯著低于對照組(P<0.05)，其他時間無顯著變化；MDA含量在低氧6 h后顯著高于對照組(P<0.05)，而其他時間段也沒有顯著變化。

表2 低氧脅迫與恢復(fù)對花鱸幼魚血液生化指標(biāo)的影響Table 2 Effects of hypoxia and recovery on blood biochemical indexes of juvenile Lateolabrax maculatus

2.3 低氧脅迫與恢復(fù)下肝、肌組織能量利用影響

表4結(jié)果顯示，肝糖原含量在低氧6、12和24 h后顯著低于對照組(P<0.05)，在復(fù)氧3 h后其含量顯著升高(P<0.05)，而乳酸含量在低氧3 h后顯著低于對照組(P<0.05)，其他時間點(diǎn)沒有顯著差異；肌糖原在低氧24 h后含量顯著高于對照組(P<0.05)，在其他時間段沒有明顯差異，而乳酸含量在各個時間段中均沒有明顯差異。

3 討論

3.1 低氧脅迫對花鱸幼魚血液生理生化指標(biāo)的影響

紅細(xì)胞(RBC)是血液中最主要的成分，主要功能是攜帶和運(yùn)輸氧氣，以滿足機(jī)體生理活動和運(yùn)動的需要。血紅蛋白(HGB)在血液中是運(yùn)輸氧氣的直接載體。本研究中RBC和HGB在低氧時顯著上升，這樣能夠提高對氧的親和力，提高對氧的輸送能力，進(jìn)而增加對氧的呼吸量來保持穩(wěn)態(tài)，這與在鯽魚(Carassiusauratus)中的研究結(jié)果一致[21]。白細(xì)胞(WBC)作為魚類機(jī)體細(xì)胞免疫和體液免疫的重要成分，主要作用是保護(hù)機(jī)體抵御外部和內(nèi)部的傷害。本研究中WBC在低氧6、12和24 h后顯著上升是機(jī)體免疫系統(tǒng)對低氧脅迫應(yīng)答的結(jié)果，在低氧3 h未能有顯著上升可能是機(jī)體先調(diào)動其他的防御機(jī)制。血小板在正常血液中有較恒定的數(shù)量，在止血、炎癥反應(yīng)等生理和病理過程中有重要作用。本試驗中PLT在低氧3 h顯著上升，之后便下降到正常水平，這說明PLT在低氧脅迫開始時比較敏感，隨著脅迫程度加深，其作用可能由其他防御機(jī)制所取代?？傮w來看，低氧脅迫后花鱸血細(xì)胞總體上逐漸上升，在復(fù)氧后又能夠降低到正常水平，這是機(jī)體為維持穩(wěn)態(tài)所采取的生理響應(yīng)機(jī)制。

血清中的蛋白質(zhì)對維持魚類的生理學(xué)和免疫系統(tǒng)功能具有重要作用[22]?？偟鞍?TP)能夠維持血液正常膠體滲透壓與pH值穩(wěn)定，并與脂肪酸、膽固醇等物質(zhì)運(yùn)輸以及免疫功能相關(guān)[23]，白蛋白(ALB)作為營養(yǎng)物質(zhì)的載體，能為機(jī)體提供能量，并且作為機(jī)體重要的免疫蛋白，能提高機(jī)體的抗病力。本研究TP和ALB均在低氧12 h出現(xiàn)顯著下降，這是因為在低氧脅迫下，影響機(jī)體的物質(zhì)代謝和免疫系統(tǒng)，加速蛋白的分解。谷丙轉(zhuǎn)氨酶(ALT)與谷草轉(zhuǎn)氨酶(AST)是是廣泛存在于動物細(xì)胞線粒體中的重要氨基轉(zhuǎn)移酶，在肝細(xì)胞中含量最高，當(dāng)血清中其活力升高則說明肝功能受到損傷，本試驗中ALT和AST在低氧處理后均出現(xiàn)顯著上升，說明低氧脅迫對花鱸幼魚的肝臟損傷較為嚴(yán)重。乳酸脫氫酶(LDH)能在細(xì)胞內(nèi)催化乳酸氧化成丙酮酸，其在組織中的活力大大高于血液中的活力，若血液中LDH活力升高則預(yù)示著肝臟、腎臟和肌肉等組織細(xì)胞結(jié)構(gòu)發(fā)生改變、受到損傷[24]，本研究中LDH在低氧3 h顯著上升而后又下降到正常水平，說明低氧對組織的損傷較為嚴(yán)重，但可以通過自身調(diào)節(jié)來修復(fù)損傷。堿性磷酸酶(ALP)在生物體內(nèi)直接參與磷酸基團(tuán)的轉(zhuǎn)移和代謝過程，對機(jī)體內(nèi)的物質(zhì)代謝和免疫防護(hù)能發(fā)揮重要作用[25]，ALP在低氧6 h活力顯著下降，說明低氧能對花鱸機(jī)體免疫系統(tǒng)造成一定程度的破壞。甘油三酯(TG)和總膽固醇(TC)水平受體內(nèi)蛋白質(zhì)和脂質(zhì)代謝的共同影響，本試驗中TC和TG均在低氧12 h出現(xiàn)顯著下降，這與TP和ALB也在低氧12 h顯著下降具有一致性，推測這與機(jī)體供能有關(guān)，在低氧12 h后魚體內(nèi)蛋白質(zhì)和脂質(zhì)分解代謝加快，以滿足低氧脅迫后對能量的需求。

表3 低氧脅迫與恢復(fù)對花鱸肝、鰓、肌組織氧化應(yīng)激的影響Table 3 Effects of hypoxia and recovery on oxidative stress Inliver, gill and muscle tissues of Lateolabrax maculatus

3.2 低氧脅迫對花鱸幼魚氧化應(yīng)激的影響

表4 低氧脅迫與恢復(fù)對花鱸能量利用的影響Table 4 Effects of hypoxia and recovery on energy utilization of Lateolabrax maculatus

肝組織的SOD和GST活力增加，說明花鱸肝臟在低氧受到損傷，并且發(fā)現(xiàn)GST含量變化在肝組織中較為敏感，其可以作為花鱸在應(yīng)對氧化應(yīng)激時的酶學(xué)指標(biāo)。肝組織的CAT活力在低氧脅迫時變化不顯著以及MDA含量在低氧脅迫時出現(xiàn)下降趨勢，這可能與低氧使肝中脂類氧化所產(chǎn)生的過多活性氧(ROS)反過來抑制了酶活性[28]以及肝臟中SOD活力上升有關(guān)，SOD清除了大部分的ROS自由基，使得CAT活力變化不顯著以及MDA水平有所下降。而在恢復(fù)溶氧后，肝臟中的GST活力仍高于對照組，這與鯔魚(Mugilcephalus)在低氧下的研究結(jié)果一致，恢復(fù)溶氧后鯔氧化應(yīng)激反應(yīng)也較強(qiáng)烈[29]，說明花鱸體內(nèi)的抗氧化防御機(jī)制被激活，

鰓組織的SOD活力在開始時顯著下降，可能與GST活力升高以及MDA含量升高有關(guān)，之后SOD與CAT活力逐漸升高，使得MDA含量恢復(fù)到正常水平。在復(fù)氧后，SOD、CAT、GST也都恢復(fù)到正常水平，說明在恢復(fù)溶氧后，鰓中的抗氧化酶失去作用。肌肉中的SOD、CAT、GST活力在低氧脅迫時顯著降低，表明肌肉組織中的抗氧化酶發(fā)揮的作用有限。但鰓和肌組織中的MDA分別在低氧3 h和低氧6 h后活力顯著上升，這與黃顙魚(Pelteobagrusfulvidraco)的研究中[20]相似，可能由于組織的特異性盡管SOD和GST活力有所上升但其消除過氧化物能力較弱，使得MDA含量仍然上升，這也說明了肝臟中的抗氧化酶的抗氧化能力更高效。

3.3 低氧脅迫對花鱸幼魚能量利用的影響

由于水生動物利用碳水化合物作為能量代謝底物時，可以獲得最高的氧卡系數(shù)[32]，所以在缺氧時會動用體內(nèi)的糖原作為能量代謝底物來獲得足夠的能量。在缺氧脅迫下，魚類通過急劇降低對能量的需求,利用體內(nèi)儲存的碳水化合物，轉(zhuǎn)化為厭氧代謝模式等方式，能極大延長其在缺氧環(huán)境中的存活時間。

糖原為機(jī)體內(nèi)最為重要的供能物質(zhì)，對維持機(jī)體的能量代謝以及重要功能物質(zhì)的合成有重要作用。而乳酸作為厭氧代謝的一種產(chǎn)物，可以作為評估魚類低氧耐受能力的一項重要指標(biāo)[33]。魚類面臨組織缺氧時，通常采用無氧代謝方式滿足能量需求[34]，與在褐牙鲆(Paralichthysolivaceus)的研究結(jié)果一致[19]，肝中乳酸在低氧的開始階段含量顯著下降，這可能是乳酸參與了機(jī)體的無氧代謝供能，從而使一開始肝中糖原含量沒有顯著下降，而在之后肝糖原含量在低氧脅迫后逐漸降低，可推測此時由于低氧脅迫使大量肝糖原分解為葡萄糖，用于維持血糖濃度，在復(fù)氧后其含量又逐步升高，說明機(jī)體已經(jīng)開始逐步趨于穩(wěn)態(tài)。肌糖原含量在低氧24 h時有所升高且乳酸含量沒有變化，可能與肝組織糖原供能已充足，不需要額外的組織供能，可以推測此時肌糖原不參與機(jī)體供能，從而使肌肉中積累的乳酸用以轉(zhuǎn)化成糖原。

4 結(jié)語

低氧脅迫能夠?qū)|機(jī)體的生理狀態(tài)造成顯著影響。經(jīng)歷低氧脅迫后的花鱸幼魚其血液生理生化指標(biāo)發(fā)生顯著變化，其不同組織的抗氧化應(yīng)激能力顯著提升，其中肝組織在機(jī)體的抗氧化應(yīng)激防御中發(fā)揮了重大作用，肝組織中GST可以作為花鱸在應(yīng)對氧化應(yīng)激時的酶學(xué)指標(biāo)。在恢復(fù)正常溶氧水平后花鱸的血液生化指標(biāo)、相關(guān)酶的活力和能量供應(yīng)又能夠通過自身的生理調(diào)節(jié)逐漸恢復(fù)到正常水平，說明花鱸具有一定抗逆性，可以進(jìn)行良種選育。

參考文獻(xiàn)：

[1] Wu R S. Hypoxia： From molecular responses to ecosystem responses[J]. Mar Pollut Bull, 2002, 45(1-12): 35-45.

[2] Diaz R J, Breitburg D L. The hypoxic environment[J]. Fish Physiology, 2009, 27: 1-23.

[3] Vaquer-Sunyer R, Duarte C M. Thresholds of hypoxia for marine biodiversity[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences, 2008, 105(40): 15452-15457.

[4] Diaz R J. Overview of hypoxia around the world[J]. Journal of Environmental Quality, 2001, 30(2): 275-281.

[5] 李利. 低氧脅迫對日本沼蝦呼吸代謝、能量代謝和抗氧化能力的影響[D]. 保定: 河北大學(xué), 2010.

Li L. Effects of Hypoxia Stress on Respiratory Metabolism, Energy Metabolism and Antioxidant Capacity ofMacrobrachiumnipponense[D]. Baoding: Heibei University, 2010.

[6] Randall D. The control of respiration and circulation in fish during exercise and hypoxia[J]. Journal of Experimental Biology, 1982, 100(1): 275-288.

[7] Silkin Y A, Silkina E N. Effect of hypoxia on physiological-biochemical blood parameters in some marine fish[J]. Journal of Evolutionary Biochemistry and Physiology, 2005, 41(5): 527-532.

[8] Gamperl A K, Farrell A P. Cardiac plasticity in fishes: Environmental influences and intraspecific differences[J]. Journal of Experimental Biology, 2004, 207(15): 2539-2550.

[9] Hochachka P W. Oxygen—a key regulatory metabolite in metabolic defense against hypoxia[J]. American Zoologist, 1997, 37(6): 595-603.

[10] 成慶泰， 鄭葆珊. 中國魚類系統(tǒng)檢索[M]. 北京: 科學(xué)出版社, 1987: 327-332.

Cheng Q T, Zheng B S. Fish System Retrieval of China[M]. Beijing: Science Press, 1987: 327-332.

[11] 溫海深， 張美昭， 李吉方， 等. 我國花鱸養(yǎng)殖產(chǎn)業(yè)現(xiàn)狀與種子工程研究進(jìn)展[J]. 漁業(yè)信息與戰(zhàn)略, 2016(2): 105-111.

Wen H S, Zhang M Z, Li J F, et al. Current situation of breeding industry ofLateolabraxmaculatusand development of seed engineering in China[J]. Fishery Information & Strategy, 2016(2): 105-111.

[12] 張美昭， 高天翔， 阮樹會， 等. 花鱸人工育苗技術(shù)的研究[J]. 青島海洋大學(xué)學(xué)報(自然科學(xué)版), 2001(3): 339-344.

[13] 謝鳳才， 溫海深. 花鱸人工繁育關(guān)鍵技術(shù)[J]. 現(xiàn)代農(nóng)業(yè)科技, 2012(20): 300-302.

Xie F C, Wen H S. Key techniques of artificial breeding ofLateolabraxmaculatus[J]. Modern Agriculture Science and Technology, 2012(20): 300-302.

[14] 溫海深， 錢焜， 張美昭， 等. 花鱸繁殖生理及人工養(yǎng)殖模式探析[J]. 現(xiàn)代農(nóng)業(yè)科技, 2013(5): 281-282.

Wen H S, Qian K, Zhang M Z, et al. Study on reproductive physiology and artificial breeding pattern ofLateolabraxmaculatus[J]. Modern Agriculture Science and Technologgy, 2013(5): 281-282.

[15] 謝鳳才， 溫海深， 張美昭. 我國海產(chǎn)花鱸繁養(yǎng)現(xiàn)狀及淡化養(yǎng)殖技術(shù)[J]. 現(xiàn)代農(nóng)業(yè)科技, 2012(19): 267-269.

Xie F C, Wen H S, Zhang M Z. Breeding status and freshwater culture technology ofLateolabraxmaculatusin China[J]. Modern Agriculture Science and Technologgy, 2012(19): 267-269.

[16] 管越強(qiáng)， 李利， 王慧春， 等. 低氧脅迫對日本沼蝦呼吸代謝和抗氧化能力的影響[J]. 河北大學(xué)學(xué)報(自然科學(xué)版), 2010(3): 301-306.

有學(xué)者研究發(fā)現(xiàn)[10-12]，由于利用數(shù)字化方法制作，印模無實(shí)體模型，可切削瓷塊顏色較為單一，技工無法實(shí)現(xiàn)在模型上堆加飾瓷，只能依靠外染色調(diào)節(jié)修復(fù)體顏色，所以在顏色匹配方面的滿意度仍有欠缺，這也是使用數(shù)字化方法修復(fù)前牙缺損所面臨的比較大的挑戰(zhàn)。

Guan Y Q, Li L, Wang H C, et al. Effects of hypoxia on respiratory metabolism and antioxidant capability ofMacrobrachiumnipponense[J]. Journal of Hebei University(Natural Science Edition), 2010(3): 301-306.

[17] 李澤健. 低氧脅迫對中華絨螯蟹能量代謝、呼吸代謝及抗氧化代謝的影響[D]. 保定: 河北大學(xué), 2012.

Li Z J. Effects of Hypoxia Stress on Energy Metabolism, Respiratory Metabolism and Antioxidative Metabolism ofEriocheirsinensis[D]. Baoding: Hebei University, 2012.

[18] 劉旭佳， 黃國強(qiáng)， 彭銀輝. 不同溶解氧水平對鯔生長、 能量代謝和氧化應(yīng)激的影響[J]. 南方水產(chǎn)科學(xué), 2015(4): 88-94.

Liu X J, Huang G Q, Peng Y H. Effect of different dissolved oxygen levels on growth， energy metabolism and oxidative stress ofMugilcephalus[J]. South China Fisheries Science, 2015(4): 88-94.

[19] 李潔， 唐夏， 張靈燕， 等. 溶解氧水平對褐牙鲆幼魚能量代謝和氧化應(yīng)激的影響研究[J]. 廣西科學(xué)院學(xué)報, 2015(1): 22-27.

Li J, Tang X, Zhang L Y, et al. Effects of dissolved oxygen levels on energy metabolism and oxidative stress in juvenileParalichthysolivaceus[J]. Journal of Guangxi Academy of Science, 2015(1): 22-27.

[20] 楊凱. 溶氧水平對黃顙魚生長、代謝及氧化應(yīng)激的影響[D]. 武漢: 華中農(nóng)業(yè)大學(xué), 2010.

Yang K. Effects of Dissolved Oxygen Levels on Growth, Metabolism and Oxidative Stress ofPelteobagrusfulvidraco[D]. Wuhan: Huangzhong Agriculture University, 2010.

[21] Roesner A, Mitz S A, Hankeln T, et al. Globins and hypoxia adaptation in the goldfish,Carassiusauratus[J]. The FEBS journal, 2008, 275(14): 3633-3643.

[22] Kumar S, Sahu N P, Pal A K, et al. Effect of dietary carbohydrate on haematology, respiratory burst activity and histological changes inL.rohitajuveniles[J]. Fish & Shellfish Immunology, 2005, 19(4): 331-344.

[23] 溫海深， 呂里康， 李蘭敏， 等. 急性高溫脅迫對雄性許氏平鲉血液生理生化及相關(guān)基因表達(dá)的影響[J]. 中國海洋大學(xué)學(xué)報(自然科學(xué)版), 2016, 46(11): 44-51.

Wen H S, Lv L K，Li L M，et al. Effect of temperature on hematological physiological and biochemical parameters and gene expression in maleSebastesschlegelii[J]. Periodical of Ocean University of China, 2016, 46(11): 44-51.

[24] Bernet D, Schmidt H, Wahli T, et al. Effluent from a sewage treatment works causes changes in serum chemistry of brown trout (SalmotruttaL. )[J]. Ecotoxicology and Environmental Safety, 2001, 48(2): 140-147.

[25] 區(qū)又君， 羅奇， 李加兒. 卵形鯧鲹堿性磷酸酶和酸性磷酸酶的分布及其低溫保存[J]. 南方水產(chǎn)科學(xué), 2011, 7(2): 49-54.

Ou Y J, Luo Q, Li J E. Distribution and cryopreservation of alkaline phosphatase (AKP) and acid phosphatase (ACP) inTrachinotusovatus[J]. South China Fisheries Science, 2011, 07(2): 49-54.

[26] 熊鏵龍. 普安銀鯽早期發(fā)育中抗氧化能力及Tf基因的表達(dá)[D]. 貴陽: 貴州大學(xué), 2015.

Xiong H L. Antioxidant Capacity and Tf Gene Expression in Early Development ofCarassiusauratusgibelio[D]. Guiyang: Guizhou University, 2015.

[27] Aw T Y. Cellular redox: A modulator of intestinal epithelial cell proliferation[J]. Physiology, 2003, 18(5): 201-204.

[28] Lushchak V I, Bagnyukova T V. Hypoxia induces oxidative stress in tissues of a goby, the rotanPerccottusglenii[J]. Comparative Biochemistry and Physiology Part B: Biochemistry and Molecular Biology, 2007, 148(4): 390-397.

[29] 熊向英, 黃國強(qiáng), 彭銀輝, 等. 低氧脅迫對鯔幼魚生長、能量代謝和氧化應(yīng)激的影響[J]. 水產(chǎn)學(xué)報, 2016(1): 73-82.

Xiong X Y, Huang G Q, Peng Y H, et al. Effect of hypoxia on growth performance, energy metabolism and oxidative stress ofMugilcephalus[J]. Journal of Fisheries of China, 2016(1): 73-82.

[30] Lushchak V I, Bagnyukova T V. Effects of different environmental oxygen levels on free radical processes in fish[J]. Comparative Biochemistry and Physiology Part B: Biochemistry and Molecular Biology, 2006, 144(3): 283-289.

[31] Lushchak V I, Bagnyukova T V, Lushchak V, et al. Hypoxia and recovery perturb free radical processes and antioxidant potential in common carp (Cyprinuscarpio) tissues[J]. The International Journal of Biochemistry & Cell Biology, 2005, 37(6): 1319-1330.

[32] Jobling M. Fish bioenergetics[J]. Oceanographic Literature Review, 1995, 9(42): 785.

[33] 何偉, 曹振東, 付世建. 溫度和低氧對白鰱乳酸與糖水平的影響[J]. 重慶師范大學(xué)學(xué)報(自然科學(xué)版), 2013(5): 27-31.

He W, Cao Z D, Fu S J. Effects of temperature and hypoxia on lactate and carbonhydrate level in silver carp(Hypophthalmichthysmolitrix)[J]. Journal of Chongqing Normal University (Natural science), 2013(5): 27-31.

[34] 朱晏蘋, 曹振東, 付世建. 力竭性運(yùn)動后瓦氏黃顙魚幼魚乳酸和血糖變化[J]. 重慶師范大學(xué)學(xué)報(自然科學(xué)版), 2010, 27(2): 14-17.

Zhu Y P, Cao Z D, Fu S J. Muscle lactate and blood glucose levels of juvenile darkbarbel catfish (PelteobagrusvachelliRichardson) in response to exhaustive exercise[J]. Journal of Chongqing Normal University (Natural Science), 2010, 27(2)： 14-17.