王武++孫龍++陶建敏

摘要：在多年生植物“生長—休眠—生長”的周期變化過程中，芽休眠是一個動態(tài)變化的過程，受到植物基因的綜合調(diào)控，可避開外界不利條件，并在環(huán)境合適時恢復(fù)生長，是一種有益的生物學(xué)特性。近年來，許多研究人員從光照、水分、激素代謝、能量代謝等對芽休眠的形成和解除進行研究，但具體調(diào)控機制尚不明確，仍被稱為“生命的隱蔽現(xiàn)象”。在對國內(nèi)外有關(guān)芽休眠及其調(diào)控機制研究進行綜述的基礎(chǔ)上，從內(nèi)源物質(zhì)、分子調(diào)控、生物鐘等闡述多年生植物芽休眠誘導(dǎo)及解除過程，以期為芽休眠研究提供新的思路。

關(guān)鍵詞：芽；休眠；生物鐘；內(nèi)部因子；分子調(diào)控；研究進展；多年生植物

中圖分類號： Q945.35文獻標志碼： A文章編號：1002-1302（2017）08-0006-05

多年生植物在連年生長過程中，會受到因季節(jié)性氣候變化和外界環(huán)境因子導(dǎo)致的不良環(huán)境條件影響，如冬天低溫霜凍、夏天高溫灼傷、季節(jié)性干旱或洪水等，這些不良條件嚴重影響植物的正常發(fā)育和生殖生長。為適應(yīng)不同的氣候條件，植物在長期演化過程中，能夠通過一系列物質(zhì)、能量代謝調(diào)節(jié)自身生理活動而進入休眠狀態(tài)，以應(yīng)對或避開短期或長期的不利環(huán)境條件。Lang將休眠分為3類：生態(tài)休眠（ecodormancy），由外界環(huán)境條件引起的暫時性生長停止；類休眠（paradormancy），指植物其他結(jié)構(gòu)導(dǎo)致的生長抑制；自然休眠/內(nèi)休眠（endodormancy），由休眠結(jié)構(gòu)本身引起的生長抑制[1]。早期研究者認為，休眠是指含有分生組織的植物結(jié)構(gòu)可見生長的暫時停止[2]，而分生組織結(jié)構(gòu)生長量一般極小，且不易觀察。因此，Rohde等在綜合前人研究的基礎(chǔ)上，結(jié)合植物季節(jié)性生長周期，將芽休眠過程分為5個階段：第1階段，具有休眠能力，由于光照、溫度的原因?qū)е卵坎荒苷ＩL，芽進入淺休眠，當外界環(huán)境適合時又會恢復(fù)生長；第2階段，休眠能力的提升，由于低溫導(dǎo)致需冷量的積累，能夠使休眠加深，一旦溫度超過一定閾值，休眠又會再次變淺；第3階段，休眠真正的建立，植物真正進入深度休眠；第4階段，具有解除休眠的能力，芽打破休眠的需冷量基本足夠，用外源破眠劑如單氰胺處理能有效打破休眠；第5階段，具備生長的能力，芽只要溫度、光照等條件滿足即可萌發(fā)（圖1）[2]。在這5個階段中，植物體內(nèi)發(fā)生許多物質(zhì)和能量代謝，外界一系列環(huán)境因子如溫度、光照等參與并影響芽的休眠。

休眠芽內(nèi)部發(fā)生的變化主要涉及水分代謝，鈣離子信號轉(zhuǎn)導(dǎo)，激素、糖類、多胺、抗氧化酶變化等，而溫度、光照對休眠的調(diào)控被視為生物鐘調(diào)控過程。芽休眠轉(zhuǎn)換過程是一系列基因及分子參與調(diào)控的過程，調(diào)控因子包括CO（constans）、FT（flowering locus T）、DAM（dormancy associated mads-box）等，它們共同作用并影響芽的休眠進程。

1生物鐘對休眠的調(diào)控

生物鐘別稱生理鐘，是指生物體在連年進化過程中，為適應(yīng)由地球自轉(zhuǎn)引起的晝夜更替和環(huán)境變化而形成的一種內(nèi)在分子機制，當外界環(huán)境發(fā)生變化時，生物體可通過生物鐘對外界的變化作出預(yù)測，從而調(diào)節(jié)自身生命活動來應(yīng)對這種變化[3]。在多年生植物生長過程中，要經(jīng)歷季節(jié)、溫度及光周期變化，而生物鐘是有機體適應(yīng)這些變化的一個至關(guān)重要的因子。生物鐘調(diào)控節(jié)律具有溫度補償現(xiàn)象，能夠被周圍環(huán)境條件所誘導(dǎo)[4]，而植物要適應(yīng)光周期、溫度及季節(jié)性變化的一個重要生物學(xué)途徑就是休眠。近年來，有研究表明，生物鐘充當環(huán)境變化和植物休眠生理活動之間的信號調(diào)節(jié)著植物芽的休眠過程[5]。Horvath等研究乳漿大戟各個休眠階段的轉(zhuǎn)錄組表達水平時發(fā)現(xiàn)，ELF4、GIGANTEA、FLVAING-BINDING等許多生物鐘基因在內(nèi)休眠和生態(tài)休眠期間均上調(diào)表達[6]。Johansson等研究生物鐘系統(tǒng)對植物芽需冷量和休眠的重要性時指出，CCA1、LHY、TOC1等一系列生物鐘基因在多年生植物休眠及其解除過程中有著重要作用[7]。

生物鐘系統(tǒng)可劃分為輸入系統(tǒng)、振蕩器、輸出系統(tǒng)，輸入系統(tǒng)主要包括紅光受體PHYs和藍光受體CRYs，通過感受環(huán)境信號來控制振蕩器節(jié)律，輸出系統(tǒng)通過感受振蕩器信號變化來調(diào)控植物激素合成、周期性生長、開花時間、脅迫反應(yīng)等過程，振蕩器由早晨循環(huán)、核心循環(huán)、夜晚循環(huán)3個循環(huán)回路組成，核心循環(huán)由CCA1、LHY這2個轉(zhuǎn)錄因子組成，早晨循環(huán)主要由PRR9、PRR7組成，夜晚循環(huán)由TOC1、GIGANTEA（GI）、EARLY FLOWERING3（ELF3）、ELF4、PHYTOCLOCk 1（PCL1）/LUX ARRHYTHMO（LUX）等多個基因組成[8]。TOC1、PRR9、PRR7、PRR5、PRR3、PRR1均屬于PRR基因家族，黎明時分，CCA1、LHY的表達量相對最大，促進了PRR9基因的表達，隨后每隔2～3 h，PRR7、PRR5、PRR3基因依次表達，直至傍晚時分基因PRR1、TOC1開始表達；ELF3、ELF4、PCL1/LUX組成夜晚循環(huán)復(fù)合物（EC），通過LUX結(jié)合PRR9基因的啟動子直接抑制PRR9的表達；TOC1基因的表達受到核心循環(huán)CCA1、LHY這2個轉(zhuǎn)錄因子的抑制，從而結(jié)束夜晚循環(huán)進入早晨循環(huán)模式[9]。多年生植物對季節(jié)及環(huán)境周期性變化的適應(yīng)性得益于生物鐘系統(tǒng)，植物通過生物鐘系統(tǒng)去獲得發(fā)現(xiàn)季節(jié)到來的能力，感受日長和溫度的變化，以此來調(diào)節(jié)TOC1/PRR/LHY等一系列基因及CHE等蛋白的表達，通過反饋環(huán)來調(diào)節(jié)與休眠相關(guān)的激素、蛋白、糖類合成，找到適合進入休眠及解除休眠的恰當時間[10]，然后，通過進入休眠及解除休眠的特定時間來適應(yīng)季節(jié)和環(huán)境變化，而低溫積累、合適日長和一定溫度是植物休眠誘導(dǎo)和解除所必需的[11]。

2內(nèi)部因子對休眠的調(diào)控

2.1鈣離子

鈣是植物信號轉(zhuǎn)導(dǎo)級聯(lián)反應(yīng)系統(tǒng)中最主要的第二信使，參與調(diào)控包括環(huán)境刺激響應(yīng)、花芽分化等多種生長發(fā)育過程[12-13]，對調(diào)控植物芽休眠具有重要作用。Jian等對楊樹、桑樹的研究表明，隨日照時間的長短變化，休眠不同階段Ca2+的亞細胞定位發(fā)生改變[14]。研究單氰胺解除芽休眠時發(fā)現(xiàn)，單氰胺通過抑制抗氧化酶活性來誘導(dǎo)氧化應(yīng)激反應(yīng)[15]，而氧化應(yīng)激反應(yīng)能夠活化Ca2+通道，誘導(dǎo)提高Ca2+濃度，進而影響鈣調(diào)素（CaM）、鈣離子結(jié)合蛋白（CBP）、鈣離子依賴的蛋白激酶（CDPK）等下游受體，CaM和其他CBP基因均上調(diào)表達，CDPK活性及相關(guān)基因的轉(zhuǎn)錄水平、編碼蛋白質(zhì)含量隨之提高[16-17]，而CDPK磷酸化相應(yīng)底物，調(diào)控基因表達、酶活性、水和離子轉(zhuǎn)運等過程，進而調(diào)控芽的休眠。

2.2水分

多年生植物芽的休眠與水分擴散能力及其存在狀態(tài)有關(guān)，休眠的誘導(dǎo)和解除進程中伴隨著束縛水和自由水之間的相互轉(zhuǎn)換，通過調(diào)節(jié)水分存在狀態(tài)來影響需冷量積累而影響休眠進程。Faust等研究發(fā)現(xiàn)，蘋果芽中束縛水的含量與休眠狀態(tài)高度耦合，自由水含量在低溫解除休眠的過程中逐漸提高[18]。Erez等對桃樹、葡萄芽的研究結(jié)果表明，休眠過程中束縛水的含量會逐漸增加，即使在長時間低溫條件下依然保持較高的含量；長期高溫能顯著促進束縛水向自由水轉(zhuǎn)變，自由水含量的增加意味著生長的開始而不是休眠的結(jié)束[19]。Morris等研究發(fā)現(xiàn)，休眠過程中，脫水素蛋白（dehydrin）高度表達，在低溫、脫水脅迫時被誘導(dǎo)合成，并與ABA結(jié)合，在缺水條件下保護生物大分子[20]。Frewen等對葡萄萌芽過程研究發(fā)現(xiàn)，脫水素蛋白含量總體呈下降趨勢，但在芽即將萌發(fā)前有2個小高峰[21]。Yakovlev等研究發(fā)現(xiàn)，脫水素表達量在芽萌發(fā)前顯著下降，其表達量的高低受需冷量的影響，調(diào)控著芽萌發(fā)時間的早晚[22]。同時，水孔蛋白（AQP）是一種內(nèi)在膜蛋白，能夠控制水分在細胞中的進出，調(diào)節(jié)水分轉(zhuǎn)運和平衡，并與脫水素共同作用來調(diào)節(jié)休眠芽內(nèi)的水分含量，誘導(dǎo)和解除芽的休眠。

2.3激素

植物體內(nèi)有多種內(nèi)源激素，激素含量及其動態(tài)平衡與植物芽的季節(jié)性休眠誘導(dǎo)與解除關(guān)系密切[11，23-24]。脫落酸被認為是感受外界環(huán)境因子變化，并傳導(dǎo)外界信號導(dǎo)致休眠的物質(zhì)。Nagar對茶樹芽的季節(jié)性休眠研究發(fā)現(xiàn)，茶樹芽進入休眠階段，脫落酸主要以游離態(tài)形式存在，且含量很高；休眠解除，含量開始下降[25]。Powell對蘋果的研究表明，脫落酸會延遲蘋果芽的萌芽，休眠季節(jié)脫落酸含量出現(xiàn)下降[26]。Or等研究表明，葡萄休眠最深時，芽中的ABA含量相對最高；ABA含量變化與休眠進程并不完全一致[27]。Peng等研究發(fā)現(xiàn)，冬芽休眠的解除一方面與脫落酸含量下降有關(guān)，另一方面還與赤霉素的合成有關(guān)[28]。高東升等研究表明，GA破除油桃休眠的效果因樹種和施用GA時期而異，自然休眠前期，GA處理會使對短日照遲鈍的油桃低溫需求量增加，加深其休眠，芽萌發(fā)受到抑制；自然休眠即將解除期使用GA，能有效打破油桃芽的休眠，促進其萌發(fā)[29]。有學(xué)者認為，芽休眠并不是由ABA或GA某單一激素所誘導(dǎo)，而是由這2種激素共同作用[30]。王海波基于對油桃休眠芽的研究結(jié)果提出，芽內(nèi)ABA含量并不是決定芽休眠與誘導(dǎo)的唯一因素，而是由GA和ABA的比值決定的，只有達到一定閾值才能誘導(dǎo)油桃芽進入休眠[31]。馬海燕對星比諾、赤霞珠葡萄研究表明，（IAA+GA3）/ABA的值在芽休眠前期相對較高，并隨休眠加深而逐漸下降，休眠最深時達到最低，此后，隨休眠解除該比值逐漸上升，萌芽時達到最大值[32]。除ABA、GA外，乙烯、細胞分裂素等內(nèi)源激素也共同調(diào)控著芽休眠誘導(dǎo)、維持與萌發(fā)[33-34]。

2.4糖類

糖作為一種常見的能源物質(zhì)和植物體重要的組成成分，既能為生命活動提供能量，又能夠維持植物體細胞質(zhì)的穩(wěn)定，并可作為一種信號物質(zhì)參與生物體的發(fā)育活動[35]。目前，許多學(xué)者對植物芽休眠期碳水化合物的變化規(guī)律進行了深入研究。Yang等研究指出，植物生長發(fā)育后期碳水化合物在體內(nèi)積累，次年春天萌芽時發(fā)揮作用[36]；Elle等研究表明，休眠解除階段，休眠芽內(nèi)部分淀粉水解為可溶性糖，其中以降解酶作用下得到的蔗糖相對最多[37]；Ben等研究表明，葡萄自然休眠前期淀粉含量迅速下降，隨后保持穩(wěn)定[38]；Maurel等認為，己糖的存在是芽恢復(fù)生長能力的關(guān)鍵，植物休眠期間生長受限可能是由己糖含量不足而導(dǎo)致需冷量無法滿足引起的，但也不排除是芽利用可溶性糖不足的可能性[39]。

2.5多胺

多胺（polyamine，PA）是大量存在于植物體內(nèi)、具有強生物活性的低分子脂肪族含氮堿，包括腐胺、尸胺、亞精胺、精胺及其他胺類等。戴堯仁研究表明，多胺與植物體內(nèi)許多信號分子的生成和植物在環(huán)境脅迫下的應(yīng)激反應(yīng)有關(guān)，具有刺激生長、延緩衰老的作用[40]。韋軍對梨樹葉芽和花芽的內(nèi)源多胺進行研究發(fā)現(xiàn)，梨樹的葉芽多胺含量在生長期較高，進入休眠期后多胺含量開始迅速下降，內(nèi)源多胺和梨的休眠密切相關(guān)[41]。Santanen等研究表明，椴樹在休眠芽形成后，芽的結(jié)合態(tài)多胺（腐胺、亞精胺）含量緩慢上升，在冬季深休眠期達到高峰，而在休眠解除階段，許多游離態(tài)多胺含量上升，結(jié)合態(tài)多胺含量下降[42]。Wang等研究早花櫻桃與晚花櫻桃冬季生長過程中代謝產(chǎn)物的變化規(guī)律時發(fā)現(xiàn)，早花櫻桃游離態(tài)內(nèi)源多胺腐胺、亞精胺、精胺從較低水平緩慢升高，晚花櫻桃游離態(tài)內(nèi)源多胺一直保持在較高水平，而在臨近萌芽時，2種材料的游離態(tài)內(nèi)源多胺均快速升高[43]。范克欣研究發(fā)現(xiàn)，曙光油桃休眠期間花芽內(nèi)多胺參與休眠的誘導(dǎo)與解除，與油桃花芽休眠過程密切相關(guān)，腐胺有助于誘導(dǎo)花芽進入休眠，亞精胺和精胺含量升高對休眠解除有促進作用[44]。

2.6抗氧化酶

低溫作為一種非常重要的環(huán)境信號參與多年生植物芽休眠的調(diào)控。許多研究者認為，含氧化合物是低溫響應(yīng)并影響休眠解除與誘導(dǎo)的可能信號[6，43]。Vyas等研究認為，茶樹芽休眠時間與芽內(nèi)活性氧分子（ROS）積累量密切相關(guān)，ROS的積累量與休眠時間呈極顯著正相關(guān)，休眠期短的品種其體內(nèi)抗氧化酶類活性高[45]。Fuchigami等研究蘋果芽休眠解除過程中抗氧化酶類的變化發(fā)現(xiàn)，休眠解除過程中，蘋果芽抗氧化酶類變化明顯，抗氧化酶類及活性氧的清除與蘋果芽休眠進程密切相關(guān)[46]。對梨、油桃和葡萄等植物芽休眠的研究表明，芽休眠誘導(dǎo)及解除過程中，CAT活性開始下降，深度休眠時降到最低水平，后逐漸上升；POD活性變化與CAT活性相反；SOD活性初期上升并保持較高水平，隨休眠的加深而逐漸下降[47-48]。畢磊研究發(fā)現(xiàn)，在休眠期，七月酥梨的SOD活性一直較低，自然休眠結(jié)束呈上升趨勢；POD活性在自然休眠期從較低水平緩慢提高，休眠結(jié)束后迅速上升[49]。Zhuang等在對果梅休眠機制的研究過程中，成功鑒定出谷胱甘肽過氧化物酶、錳超氧化物歧化酶、抗壞血酸過氧化物酶等與氧化還原相關(guān)的蛋白質(zhì)，進一步證實抗氧化酶參與芽休眠進程的調(diào)控作用[50]。

3芽休眠的分子調(diào)控過程

芽休眠是一個復(fù)雜的過程，包括休眠狀態(tài)、休眠深度。隨著研究的深入，許多學(xué)者利用組學(xué)的方法從分子水平上研究參與多年生植物芽休眠調(diào)控的基因，如與光調(diào)控、開花誘導(dǎo)相關(guān)的基因PHYA、CO、FT，與溫度調(diào)控、春化相關(guān)的基因FLC、SOCI及轉(zhuǎn)錄因子MADs-box，與休眠相關(guān)的轉(zhuǎn)錄因子DAM及基因家族GH17等，從基因?qū)用鏄?gòu)建休眠的復(fù)雜調(diào)控網(wǎng)絡(luò)。Rinne等基于低溫促進1，3-β-D-葡聚糖酶產(chǎn)物的增加提出一種解釋休眠周期的分子機制，并認為1-3-β-D-葡聚糖從胞間連絲中的移除能夠恢復(fù)原生質(zhì)間物質(zhì)能量交換網(wǎng)絡(luò)，促進植物從休眠狀態(tài)向休眠解除過渡[51]。Rinne等在楊樹GH17基因家族成員中鑒定出3類能夠在低溫條件和GA生物合成中上調(diào)表達的基因，第1類GH17家族基因在短日照條件下誘導(dǎo)上調(diào)表達，能夠維持共質(zhì)體產(chǎn)生途徑并促進芽的形成；第2、第3類GH17家族基因通過GA3和長期冷誘導(dǎo)上調(diào)表達，協(xié)助導(dǎo)管中胼胝體的移除并重新打開導(dǎo)管，使FT能夠運輸?shù)巾敹?，待需冷量滿足后，隨溫度上升，在GA4介導(dǎo)下上調(diào)生長相關(guān)的基因表達來促進萌芽。PHYA、CO、FT是植物光調(diào)控的相關(guān)基因。擬南芥早春開花與日照長度有關(guān)，基因CO、FT調(diào)控光周期誘導(dǎo)過程及從萌芽到開花所需的時間[52]。Hsu等鑒定出2個FT同源基因FT1、FT2，而FT1、FT2的表達具有時空差異性，F(xiàn)T1在冬季的表達變化與植物從營養(yǎng)生長向生殖生長的過渡期相一致，而FT2的表達能夠在長日和較高溫度條件下促進植物的生長，并抑制休眠芽的形成[53]。Bhlenius等研究表明，楊樹上PtFT1是能夠調(diào)控短日的相關(guān)基因，可誘導(dǎo)植株生長停止和休眠芽的形成[54]，李屬植物中過表達楊樹FT基因會抑制植物進入休眠[55]。光周期相關(guān)的基因表達調(diào)控是一系列級聯(lián)反應(yīng)，PHYA作為光周期調(diào)節(jié)因子和其他生物鐘組分一起調(diào)節(jié)CO表達，進而誘導(dǎo)FT轉(zhuǎn)錄導(dǎo)致開花。

Amasino等研究表明，溫度控制擬南芥休眠轉(zhuǎn)變和開花是通過春化途徑實現(xiàn)的，主要由FLC調(diào)節(jié)，而FLC是一個MAD-box轉(zhuǎn)錄因子，可控制開花誘導(dǎo)因子FT、SOCI的表達來抑制低溫下的開花[52]。Seo等研究發(fā)現(xiàn)，SOCI、FLC調(diào)控存在反饋機制，阻止植物在寒冷條件下提前結(jié)束休眠、完成開花轉(zhuǎn)變[56]，而SOCI通過直接抑制CBF/DREB1轉(zhuǎn)錄因子負反饋調(diào)控低溫響應(yīng)途徑，CBF/DREBI的表達促進FLC的表達，進而抑制FT、SOCI的表達，實現(xiàn)延遲開花和休眠轉(zhuǎn)變。Horvath 提出低溫調(diào)節(jié)休眠誘導(dǎo)的圖解模型，并指出CBF轉(zhuǎn)錄因子可通過染色質(zhì)重塑促進DAM基因的表達[57]。

DAM基因?qū)儆贛AD-box轉(zhuǎn)錄因子的SVP分支，因其蛋白序列與SVP相似，常被認為是SVP-like基因。對擬南芥進行研究時發(fā)現(xiàn)，SVP是一個MAD-box基因，可調(diào)節(jié)開花轉(zhuǎn)變和花芽分生組織的形成[58]。DAM基因編碼轉(zhuǎn)錄因子對休眠的重要調(diào)控作用是在桃的1個突變體上發(fā)現(xiàn)的，該突變體被命名為EG（evergrowing），其側(cè)芽打破內(nèi)休眠的需冷量比其他正常植物需冷量更少[59]。DAM基因編碼轉(zhuǎn)錄因子相繼在梨、樹莓、獼猴桃中被鑒定[60-62]，雙子葉植物中存在許多DAM-like基因，但僅有少量基因的表達模式與休眠過程一致。對楊樹休眠過渡期的基因芯片分析表明，部分DAM-like基因在內(nèi)休眠與生態(tài)休眠時期的調(diào)控作用會受到限制[63]，DAM-like基因的差異性表達和獼猴桃、梨、果梅的休眠進程相關(guān)。此外，茶樹上克隆出1個DAM-like基因，該基因不僅在自然休眠期間上調(diào)表達，其在楊樹上的過表達還會調(diào)控芽的物候期[64]。QTLs的研究應(yīng)用進一步驗證DAM基因在休眠調(diào)控過程中發(fā)揮重要作用。Fan等在2個桃樹品種Contender、Fla.92-2C的雜交體中鑒定出4個與需冷量相關(guān)的QTLs[65]，隨后Sánchez-Pérez在扁桃基因組的染色體連鎖區(qū)域鑒定出1個與需冷量相關(guān)的QTL[66]，這些QTLs通過比對和分析序列差異，可識別鑒定與休眠相關(guān)的候選基因[67]。

另外，有學(xué)者闡述DAM基因在芽休眠和開花中的功能，如Horvath提出低溫調(diào)節(jié)休眠誘導(dǎo)模型，寒冷溫度下DAM基因會優(yōu)先表達，且在大戟屬植物中過表達會延遲開花，并負反饋調(diào)節(jié)FT或FT-like基因，導(dǎo)致生長停止并進入休眠[63]。DAM、FT和FT-like基因CENL有著重要的功能，CBF可在短期寒冷條件下誘導(dǎo)DAM基因表達，而在長期低溫條件下則能夠通過染色質(zhì)重組使DAM基因表達下調(diào)而解除休眠。同樣，Jimenez等提出一個簡單的概念模型去解釋DAM5/DAM6在內(nèi)休眠和生態(tài)休眠轉(zhuǎn)變過程行使的功能：短日照條件下誘導(dǎo)DAM5/DAM6的表達，而在低溫條件則會打斷光周期調(diào)控的生物鐘感應(yīng)，抑制DAM5/DAM6的表達，使相關(guān)能夠在有利條件下恢復(fù)生長的基因開始表達[68]。

4展望

休眠是植物為應(yīng)對外界環(huán)境變化進化而來的一種適應(yīng)性特性，需冷量對植物打破休眠至關(guān)重要，而全球氣候變暖很可能導(dǎo)致需冷量不足，造成植物休眠無法完整進行，因此，可從這個角度對芽休眠展開深入研究，以探討全球氣候變化對植物休眠特性的影響。另外，植物芽休眠的解除與成花誘導(dǎo)過程中代謝途徑有許多相同之處，調(diào)控這2個過程的基因也有很多相似性，從更深層次上研究二者的共性與差異勢必會促進對休眠的理解。此外，理解植物上游感受器如何感知光周期、溫度等季節(jié)性變化并傳遞至下游，從生理、細胞、分子等多個層次共同調(diào)控植物休眠的誘導(dǎo)、維持和解除對農(nóng)業(yè)生產(chǎn)至關(guān)重要，這也要求學(xué)者從生物鐘的角度，用基因組學(xué)、蛋白組學(xué)、代謝組學(xué)等方法和手段對休眠過程的信號轉(zhuǎn)導(dǎo)、基因表達、蛋白翻譯、代謝途徑等進行廣泛而深入的研究，以揭開休眠這一“生命隱蔽現(xiàn)象”的面紗。

參考文獻：

[1]Lang G A. Dormancy：a new universal terminology[J]. HortScience，1987，22（5）：817-820.

[2]Rohde A，Bhalerao R P. Plant dormancy in the perennial context[J]. Trends in Plant Science，2007，12（5）：217-223.

[3]Nagel D，Kay S. Complexity in the wiring and regulation of plant circadian networks[J]. Current Biology，2012，22（16）：R648-R657.

[4]Edgar R，Green E，Zhao Y，et al. Peroxiredoxins are conserved markers of circadian rhythms[J]. Nature，2012，485（7399）：459-464.

[5]Harmer S. The circadian system in higher plants[J]. Annual Review of Plant Biology，2009，60：357-377.

[6]Horvath D，Sung S，Kim D，et al. Characterization，expression and function of dormancy associated mads-box genes from leafy spurge[J]. Plant Molecular Biology，2010，73（1/2）：169-179.

[7]Johansson M，Mcwatters H，Bakó L，et al. Partners in time：early bird associates with zeitlupe and regulates the speed of the Arabidopsis clock[J]. Plant Physiology，2011，155（4）：2108-2122.

[8]Huang W，Pérez-García P，Pokhilko A，et al. Mapping the core of the Arabidopsis circadian clock defines the network structure of the oscillator[J]. Science，2012，336（677）：75-79.

[9]Helfer A，Nusinow D，Chow B，et al. Lux arrhythmo encodes a nighttime repressor of circadian gene expression in the Arabidopsis core clock[J]. Current Biology，2011，21（2）：126-133.

[10]Welling A，Palva E. Involvement of CBF transcription factors in winter hardiness in birch[J]. Plant Physiology，2008，147（3）：1199-1211.

[11]Cooke J，Eriksson M，Junttila O. The dynamic nature of bud dormancy in trees：environmental control and molecular mechanisms[J]. Plant，Cell & Environment，2012，35（10）：1707-1728.

[12]Hepler P K，Wayne R O. Calcium and plant development[J]. Annual Review of Plant Physiology，1985，136：397-439.

[13]Bush D S. Calcium regulation in plant cells and its role in signaling[J]. Annual Review of Plant Physiology and Plant Molecular Biology，1995，46，95-122.

[14]Jian L，Li J，Li P. Seasonal alteration in amount of Ca2+ in apical bud cells of mulberry （Morus bombciz Koidz）：an electron microscopy-cytochemical study[J]. Tree Physiology，2000，20（9）：623-628.

[15]Or E，Vilozny I，Eyal Y，et al. The transduction of the signal for grape bud dormancy breaking induced by Hydrogen cyanamide may involve the SNF-like protein kinase GDBRPK[J]. Plant Molecular Biology，2000，43（4）：483-494.

[16]Anil V，Harmon A，Rao K. Spatio-temporal accumulation and activity of calcium-dependent protein kinases during embryogenesis，seed development，and germination in sandalwood[J]. Plant Physiology，2000，122（4）：1035-1043.

[17]Abbasi F，Onodera H，Toki S，et al. OsCDPK13，a calcium-dependent protein kinase gene from rice，is induced by cold and gibberellin in rice leaf sheath[J]. Plant Molecular Biology，2004，55（4）：541-552.

[18]Faust M，Liu D，Line M J，et al. Conversion of bound to free water in endodormant buds of apple is an incremental process[J]. Dormancy and the Related Problems of Deciduous Fruit Trees，1994，395：113-118.

[19]Erez A，F(xiàn)aust M，Line M J. Changes in water status in peach buds on induction，development and release from dormancy[J]. Scientia Horticulturae，1998，73（2）：111-123.

[20]Morris C，Anderberg R，Goldmark P，et al. Molecular cloning and expression of abscisic acid-responsive genes in embryos of dormant wheat seeds[J]. Plant Physiology，1991，95（3）：814-821.

[21]Frewen B，Chen T，Howe G，et al. Quantitative trait loci and candidate gene mapping of bud set and bud flush in populus[J]. Genetics，2000，154（2）：837-845.

[22]Yakovlev I，Asante D，F(xiàn)ossdal C，et al. Dehydrins expression related to timing of bud burst in Norway spruce[J]. Planta，2008，228（3）：459-472.

[23]Tanino K K. Hormones and endodormancy induction in woody plants[J]. Journal of Crop Improvement，2004，10（1/2）：157-199.

[24]Ruttink T，Arend M，Morreel K，et al. A molecular timetable for apical bud formation and dormancy induction in poplar[J]. The Plant Cell，2007，19（8）：2370-2390.

[25]Nagar P K. Changes in endogenous abscisic acid and phenols during winter dormancy in tea（Camellia sinesis L.（O）Kunze）[J]. Acta Physiologiae Plantarum，1996，18（1）：33-38.

[26]Powell L E. The chilling requirement in apple and its role in regulating time of flowering in spring in cold-winter climates[C]. International Symposium on Growth Regulators in Fruit Production，1985：129-140.

[27]Or E，Belausov E，Popilevsky I，et al. Changes in endogenous ABA level in relation to the dormancy cycle in grapevines grown in a hot climate[J]. Journal of Horticultural Science & Biotechnology，2000，75（2）：190-194.

[28]Peng J，Harberd N. The role of GA-mediated signalling in the control of seed germination[J]. Current Opinion in Plant Biology，2002，5（5）：376-381.

[29]高東升，束懷瑞，李憲利. 桃自然體眠過程中外源激素對花芽碳水化合物的調(diào)控效應(yīng)[J]. 果樹學(xué)報，2002，19（2）：104-107.

[30]Rinne P L，Welling A，Vahala J，et al. Chilling of dormant buds hyperinduces flowering locus T and recruits GA-Inducible 1，3-beta-glucanases to reopen signal conduits and release dormancy in populus[J]. The Plant Cell，2011，23（1）：130-146.

[31]王海波. 桃芽自然休眠誘導(dǎo)與短時間高溫破眠機制研究[D]. 烏魯木齊：新疆農(nóng)業(yè)大學(xué)，2006.

[32]馬海燕. 葡萄生長過程中內(nèi)源激素含量變化的研究[D]. 楊凌：西北農(nóng)林科技大學(xué)，2007.

[33]Suttle J C. Ethylene is not involved in hormone-and bromoethane-induced dormancy break in russet Burbank minitubers[J]. American Journal of Potato Research，2009，86（4）：278-285.

[34]Hartmann A，Senning M，Hedden P，et al. Reactivation of meristem activity and sprout growth in potato tubers require both cytokinin and gibberellin[J]. Plant Physiology，2011，155（2）：776-796.

[35]Gibson S. Control of plant development and gene expression by sugar signaling[J]. Current Opinion in Plant Biology，2005，8（1）：93-102.

[36]Yang Y S，Hori Y，Ogata R. Studies on retranslocation of accumulated assimilates in‘Delawaregrapevines.Ⅱ.Retranslocation of assimilates accumulated during the previous growing season[J]. Tohoku Journal of Agricultural Research，1980，31（2）：109-119.

[37]Elle D，Sauter J J. Seasonal changes of activity of a starch granule bound endoamylase and of a starch phosphorylase in poplar wood（Populus×canadensis Moench〈robusta〉）and their possible regulation by temperature and phytohormones[J]. Journal of Plant Physiology，2000，156（5）：731-740.

[38]Ben M H，Vadel A M，Geuns J M. Biochemical changes in dormant grapevine shoot tissues in response to chilling：possible role in dormancy release[J]. Scientia Horticulturae，2010，124（4）：440-447.

[39]Maurel K，Leite G，Bonhomme M，et al. Trophic control of bud break in peach （Prunus persica） trees：a possible role of hexoses[J]. Tree Physiology，2004，24（5）：579-588.

[40]戴堯仁. 多胺及其在植物體內(nèi)的生理作用[J]. 植物學(xué)通報，1988，5（2）：69-76.

[41]韋軍. 蘋果葉芽和花芽在生長期和休眠期內(nèi)源多胺的變化[J]. 園藝學(xué)報，1995，22（1）：99-101.

[42]Santanen A，Simola L K. Polyamine levels in buds and twigs of Tilia cordata from dormancy onset to bud break[J]. Trees，2007，21（3）：337-344.

[43]Wang S Y，F(xiàn)aust M，Steffens G L. Metabolic changes in cherry flower buds associated with breaking of dormancy in early and late blooming cultivars[J]. Physiologia Plantarum，1985，65（1）：89-94.

[44]范克欣. 桃花芽休眠進程中多胺代謝機制的研究[D]. 泰安：山東農(nóng)業(yè)大學(xué)，2014.

[45]Vyas D，Kumar S，Ahuja P. Tea （Camellia sinensis） clones with shorter periods of winter dormancy exhibit lower accumulation of reactive oxygen species[J]. Tree Physiology，2007，27（9）：1253-1259.

[46]Fuchigami L H，Wisniewski M. Quantifying bud dormancy：physiological approaches[J]. HortScience，1997，32（4）：618-623.

[47]韓浩章，姜衛(wèi)兵，費憲進，等. 葡萄和油桃自然休眠解除過程中H2O2含量和抗氧化酶活性的變化[J]. 南京農(nóng)業(yè)大學(xué)學(xué)報，2007，30（1）：50-54.

[48]邵好好. 梨樹花芽休眠解除與活性氧代謝關(guān)系的研究[D]. 楊凌：西北農(nóng)林科技大學(xué)，2003.

[49]畢磊. 七月酥梨休眠期內(nèi)含物變化及生理代謝研究[D]. 保定：河北農(nóng)業(yè)大學(xué)，2009.

[50]Zhuang W，Shi T，Gao Z，et al. Differential expression of proteins associated with seasonal bud dormancy at four critical stages in Japanese apricot[J]. Plant Biology，2013，15（1）：233-242.

[51]Rinne P H，Kaikuranta P M，van der Schoot C.The shoot apical meristem restores its symplasmic organization during chilling-induced release from dormancy[J]. The Plant Journal，2001，26（3）：249-264.

[52]Amasino R，Michaels S. The timing of flowering[J]. Plant Physiology，2010，154（2）：516-520.

[53]Hsu C，Adams J，Kim H，et al. Flowering locus T duplication coordinates reproductive and vegetative growth in perennial poplar[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America，2011，108（26）：10756-10761.

[54]Bhlenius H，Huang T，Charbonnel-Campaa L，et al. CO/FT regulatory module controls timing of flowering and seasonal growth cessation in trees[J]. Science，2006，312（5776）：1040-1043.

[55]Srinivasan C，Dardick C，Callahan A，et al. Plum （Prunus domestica） trees transformed with poplar FT1 result in altered architecture，dormancy requirement，and continuous flowering[J]. PLoS One，2012，7（7）：e40715.

[56]Seo E，Lee H，Jeon J，et al. Crosstalk between cold response and flowering in Arabidopsis is mediated through the flowering-time gene SOC1 and its upstream negative regulator FLC[J]. The Plant Cell，2009，21（10）：3185-3197.

[57]Horvath D. Common mechanisms regulate flowering and dormancy[J]. Plant Science，2009，177（6）：523-531.

[58]Gregis V，Andrés F，Sessa A，et al. Identification of pathways directly regulated by short vegetative phase during vegetative and reproductive development in Arabidopsis[J]. Genome Biology，2013，14（6）：R56.

[59]Wang Y，Georgi L，Reighard G，et al. Genetic mapping of the evergrowing gene in peach [Prunus persica （L.） Batsch][J]. Journal of Heredity，2003，93（5）：352-358.

[60]Ubi B E，Sakamoto D，Ban Y，et al. Molecular cloning of dormancy-associated MADS-box gene homologs and their characterization during seasonal endodormancy transitional phases of Japanese pear[J]. Journal of the American Society for Horticultural Science，2010，135（2）：174-182.

[61]Mazzitelli L，Hancock R，Haupt S，et al. Co-ordinated gene expression during phases of dormancy release in raspberry （Rubus idaeus L.） buds[J]. Journal of Experimental Botany，2007，58（5）：1035-1045.

[62]Wu R，Walton E，Richardson A，et al. Conservation and divergence of four kiwifruit SVP-like MADS-box genes suggest distinct roles in kiwifruit bud dormancy and flowering[J]. Journal of Experimental Botany，2012，63（2）：797-807.

[63]Horvath D P. Dormancy-associated MADS-BOX genes：a review[M]//Advances in plant dormancy. Springer International Publishing，2015：137-146.

[64]Hao X，Chao W，Yang Y，et al. Coordinated expression of Flowering locus T and dormancy associated mads-box-like genes in leafy spurge[J]. PLoS One，2015，10（5）：e0126030.

[65]Fan S，Bielenberg D，Zhebentyayeva T，et al. Mapping quantitative trait loci associated with chilling requirement，heat requirement and bloom date in peach （Prunus persica）[J]. New Phytologist，2010，185（4）：917-930.

[66]Sánchez-Pérez R，Dicenta F，Martínez-Gómez P. Inheritance of chilling and heat requirements for flowering in almond and QTL analysis[J]. Tree Genetics & Genomes，2012，8（2）：379-389.

[67]Zhebentyayeva T N，F(xiàn)an S H，Chandra A A，et al. Dissection of chilling requirement and bloom date QTLs in peach using a whole genome sequencing of sibling trees from an F-2 mapping population[J]. Tree Genetics & Genomes，2014，10（1）：35-51.

[68]Jiménez S，Lawton-Rauh A，Reighard G，et al. Phylogenetic analysis and molecular evolution of the dormancy associated MADS-box genes from peach[J]. BMC Plant Biology，2009，9（1）：81.