孫婧 劉素娟 牛燕媚 傅力

1 天津醫(yī)科大學基礎醫(yī)學院生理學與病理生理學系（天津300070）

2 天津醫(yī)科大學基礎醫(yī)學院解剖與組織胚胎學系

3 天津醫(yī)科大學康復與運動醫(yī)學系

1 前言

胰島素抵抗(Insulin Resistance, IR) 指胰島素作用的靶器官對胰島素作用敏感性下降， 即正常劑量的胰島素產(chǎn)生低于其正常生物學效應的狀態(tài)。 IR的發(fā)生涉及多個信號通路，是一種多位點、多層次胰島素信號共同作用異常的狀態(tài)[1]?，F(xiàn)代人們生活方式如偏愛富含飽和脂肪酸、 單糖和膽固醇的西式飲食和疏于運動是導致IR及其合并代謝綜合征發(fā)病率俱增的主要因素。

長期規(guī)律性有氧運動已成為防治代謝綜合征的有效手段之一，而其中的分子生物學機制尚不完全清楚。 運動對胰島素敏感性及相關信號傳導通路的作用效果極其復雜，主要與運動方式、運動強度及持續(xù)時間有關[2，3]。 有研究發(fā)現(xiàn)運動可通過增加一些關鍵蛋白質的表達及提高其活性以增強機體利用和攝取葡萄糖的能力。 這些關鍵蛋白質主要指與骨骼肌細胞葡萄糖攝取及代謝相關的調控蛋白； 與骨骼肌細胞胰島素信號傳導相關的蛋白質(AMPK和AS160)；與線粒體形成相關、可促進機體脂氧化能力的蛋白質[4]。

近年有研究發(fā)現(xiàn)Wnt信號通路不僅在胚胎發(fā)育、腫瘤發(fā)生中有重要作用， 還與IR、T2DM及肥胖的發(fā)生發(fā)展有密切關系[5，6]。有研究發(fā)現(xiàn)Wnts通過增加胰高血糖素樣多肽1（Glucagon Like Peptide-1, GLP-1）的表達，誘導胰島β細胞增殖并減少其凋亡，促進葡萄糖刺激胰島素分泌[7，8]。 有研究顯示胰島β細胞基因GSK3β敲除（β-GSK-3β-/-）小鼠可改善機體葡萄糖耐受能力，促進β細胞增殖而抵抗高脂飲食誘導IR發(fā)生[9]。還有研究發(fā)現(xiàn)糖尿病大鼠表皮干細胞內β-catenin 和細胞周期蛋白（Cyclin D1）的mRNA及蛋白表達與其對照組相比顯著下降，這可能是糖尿病患者傷口不易愈合的原因之一[10]。 另有研究發(fā)現(xiàn)人類骨骼肌的收縮活動可調節(jié)GSK3和βcatenin分子的生物活性[11]。

鑒于Wnt信號通路及通路關鍵信號蛋白GSK3β和β-catenin與IR發(fā)生及運動改善IR之間關系密切， 推測有氧運動可通過增加小鼠骨骼肌細胞GSK3βSer9蛋白磷酸化表達，降低其下游信號蛋白β-cateninSer33/37，βcatenin Thr41磷酸化激活Wnt信號通路，由此調控機體糖脂代謝，提高機體外周組織對胰島素敏感性，從而防治IR。 因此，本實驗通過10周高脂飲食喂養(yǎng)C57BL/6小鼠誘導IR發(fā)生，隨后通過6周有氧跑臺訓練，比較分析高脂飲食及有氧運動干預下各組C57BL/6小鼠骨骼肌細胞GSK3β和β-catenin基因、蛋白及其磷酸化的表達，旨在探討有氧運動對高脂飲食誘導IR發(fā)生中的作用及潛在分子機制。

2 材料和方法

2.1 實驗動物

實驗選用80只、4周齡雄性C57BL/6小鼠，平均體重為14.8 ± 0.39 g， 購于軍事醫(yī)學科學院實驗動物中心。將小鼠隨機分籠飼養(yǎng)，自由進食飲水，光照12小時/天，動物室室溫為20～25°C，濕度為30%～40%。

2.2 IR 動物模型建立

1周適應性喂養(yǎng)后， 將小鼠隨機分為正常對照組（Con組）和胰島素抵抗模型組（IR組），分別飼以標準飼料和高脂飼料10周。 通過檢測小鼠口服葡萄糖耐量試驗（oral glucose tolerance test, OGTT）及空腹血清胰島素（fasting serum insulin, FINs）鑒定模型建立情況。 高脂飼料成分為：蛋白質20% kcal、碳水化合物35% kcal、脂肪45% kcal。

2.3 有氧運動動物模型建立

將已發(fā)生IR的小鼠隨機分為高脂飲食安靜組（HC組）和高脂飲食運動組（HE組），繼續(xù)喂飼高脂飼料；正常對照組隨機分為正常飲食安靜（NC組）和正常飲食運動組（NE組），繼續(xù)喂飼標準飼料。 各運動組進行為期6周75% VO2max有氧跑臺運動，60 min/次/天，5次/周。

2.4 OGTT

分別檢測高脂飲食10周后及有氧運動6周后小鼠空腹血糖值。首先將小鼠禁食16小時，稱量并記錄禁食后小鼠體重。 小鼠尾靜脈取血微量, 檢測空腹血糖值（T0）， 隨后根據(jù)小鼠體重 （10μl/g） 迅速經(jīng)口腔灌注20%葡萄糖溶液。 分別檢測并記錄灌注葡萄糖后15、30、60和120 min的血糖值。

2.5 動物血液、骨骼肌和胰腺樣本提取

小鼠為期6周有氧跑臺實驗結束后， 禁食16小時。采用摘取小鼠眼球取血法留取小鼠血液樣本， 靜置30分鐘后，4°C，3000 g/min離心15 分鐘，取上層血清。 分離并留取小鼠胰腺組織，浸泡于10%中性甲醛。 隨后，迅速分離小鼠小腿腓腸肌液氮速凍后，保存于-80°C冰箱備用。

2.6 FINs

取提取的小鼠血清，選用ELISA法檢測10周高脂飲食后及6周有氧運動后小鼠空腹血清胰島素水平。

2.7 胰島β細胞形態(tài)學觀察

將小鼠胰腺組織從10%中性甲醛固定液中取出，流水下沖洗10分鐘。 由脫水機進行乙醇梯度脫水過夜，兩次浸入二甲苯，每次30分鐘，使組織透明。 隨后進行石蠟包埋，切片和HE染色。 高倍鏡觀察胰島β細胞形態(tài)學變化。

2.8 Real-time PCR方法檢測小鼠骨骼肌GSK3β和βcatenin mRNA表達

采用Trizol Reagent法提取骨骼肌總RNA。 隨后取1μl RNA經(jīng)由1%的瓊脂糖凝膠電泳； 由分光光度計測定提取RNA的濃度和純度。 以總RNA為模板， 選用SuperScript TMIIIFirst-Strand Synthesis System for RTPCR試劑盒（Invitrogen）合成cDNA 第一鏈。選用IQ5實時定量PCR儀，以合成的第一鏈cDNA為模板，進行Realtime PCR反應（引物序列見表1）。取SYBR Green 10 μl，5’ Primer 0.5 μl，3’ Primer 0.5 μl，cDNA 3 μl，ddH2O 6 μl混勻，放入PCR儀中進行擴增。 設置程序為94°C 2分鐘，40個循環(huán)（94°C 30 s；目的基因退火溫度30 s；72°C 1分鐘），65°C 30 s, 95°C 30 s。

表1 Real-time PCR引物序列

2.9 Western Blot 方 法 檢 測 小 鼠 骨 骼 肌GSK3β 和βcatenin蛋白及其磷酸化表達

采用NP-40方法提取小鼠骨骼肌總蛋白質，紫外分光光度計測定蛋白質濃度。 取蛋白80～100 μg 進行聚丙烯酰胺凝膠電泳（SDS-PAGE）。 電泳條件為：60V，30分鐘；后110V，2小時。 采用濕法電轉印，條件為：4°C，300 mA，2 小時。 轉膜結束后，取出PVDF膜，放入5%脫脂奶粉封閉液中封閉1小時， 搖床轉速為40 Rpm，后TBST洗滌PVDF膜。用含有5%BSA的抗體稀釋液按比例（GSK3β, pGSK3βSer9，β-catenin 和 pβ-cateninSer33/37Thr41抗體分別按1∶3000、1∶2000、1∶4000和1∶2000 稀釋）稀釋一抗，4°C孵育過夜，TBST洗膜3次，10分鐘/次。 用含有5% BSA的抗體稀釋液按照1∶10000 的比例稀釋二抗， 室溫孵育1小時后，TBST洗膜3次，10分鐘/次。 加ECL-Plus發(fā)光底物，于暗室曝光，膠片顯影和定影。 掃描圖片后用蛋白質定量分析軟件統(tǒng)計。

NP-40裂解液成分為：50 mM/L Tris-base,150 mM/L NaCl, 15 mM/L EDTA, 1% NP-40，PH 8.0。 聚丙烯酰胺凝膠電泳緩沖液組成為：250 mmol/L甘氨酸、25 mmol/L Tris-Base, 0.1% SDS，pH 8.3。轉膜緩沖液組成如下：39 mmol/L甘氨酸，48 mmol/L Tris-Base，0.037% SDS，20%甲醇，pH 8.3。

2.10 統(tǒng)計學分析

所有實驗數(shù)據(jù)由SPSS 統(tǒng)計軟件 （SPSS11.5 for Windows） 處理。 數(shù)據(jù)采用單因變量雙因素方差（Univariate Analyses of Variance）分析。 各組間差異性檢驗的顯著性水平定為P < 0.05。

3 結果

3.1 OGTT 和FINs

如圖1-A所示：與Con組相比，IR組小鼠血糖峰值明顯升高，峰值出現(xiàn)時間點明顯后移，且峰值后血糖恢復速度顯著下降，并且120 min 時仍不能恢復至血糖基礎水平。

如圖1-B所示：HC組與NC組相比， 血糖峰值明顯升高，峰值時間點明顯延遲，且血糖恢復到基礎水平的速度明顯下降（尤其是30～60 min時間段），并且在120 min時仍不能恢復至正常水平。HE組與HC組相比，血糖峰值明顯下降，峰值時間點前移，且在峰值出現(xiàn)后血糖恢復到基礎水平的速度明顯增加。 NE組與NC組相比，雖然血糖峰值以及峰值時間點無顯著變化， 但在15～30 min時間段，NE組小鼠血糖恢復至基礎水平的速度增加。

如圖1-C所示：IR組FIN較其對照組顯著性增加了52.7%（P < 0.05）。

如圖1-D及統(tǒng)計結果 （數(shù)據(jù)未列出） 所示：HC組FINs較NC組顯著增加44.40%（P < 0.01）；HE組FINs較HC組顯著降低20.80%（P < 0.05）。

圖1 各組小鼠OGTT和FINs比較

3.2 胰島β細胞形態(tài)學變化

高倍鏡下觀察各組動物胰島β細胞團面積及形態(tài)變化， 如圖2所示：HC組小鼠胰島β細胞團面積較NC組顯著增加，且細胞團邊緣模糊，界限不清，伴有炎癥浸潤發(fā)生； 而HE組小鼠胰島β細胞團面積較HC組顯著減小，炎癥浸潤癥狀減緩。

3.3 小鼠骨骼肌GSK3β mRNA表達和GSK3β蛋白及其磷酸化表達

圖2 胰島β細胞團面積及形態(tài)比較（40 ×）

骨骼肌組織GSK3β mRNA、 蛋白表達及pGSK3 βSer9蛋白表達如圖3、圖4所示：

圖3 各組小鼠骨骼肌GSK3β mRNA水平比較

骨骼肌細胞GSK3β mRNA結果（圖3）顯示：NE組較NC組GSK3β mRNA表達增加40.00% （P < 0.05）；HE組較HC組GSK3β mRNA表達增加37.5%（P < 0.01）；而HC組較NC組小鼠骨骼肌GSK3β mRNA表達顯著下降60%（P < 0.05）。

圖4 各組小鼠骨骼肌GSK3β蛋白和pGSK3βSer9蛋白磷酸化水平比較

骨骼肌GSK3β蛋白表達統(tǒng)計結果（圖4-A）顯示：飲食和運動兩個主效應以及其交互作用對GSK3β蛋白表達均無顯著性影響。NE組較NC組、HE組較HC組GSK3β蛋白表達分別增加36.11%、16.60%， 但無顯著性差異（數(shù)據(jù)未列出）。 HC組較NC組GSK3β蛋白表達降低69.30%，亦無顯著性差異。而骨骼肌pGSK3βSer9蛋白表達結果（圖4-B）顯示：飲食和運動兩個主效應及其交互作用對pGSK3βSer9蛋白表達均有顯著性影響， 且與其mRNA表達趨勢一致。 運動主效應分析顯示：NE組和HE組pGSK3βSer9蛋白表達較其安靜對照組分別增加20.01%（P < 0.05）、7.60%（P < 0.01）； 飲食主效應分析顯示： 與NC組相比，HC組pGSK3βSer9蛋白表達降低1.19%（P < 0.05）。

3.4 小鼠骨骼肌β-catenin mRNA表達和β-catenin蛋白及其磷酸化表達

小鼠骨骼肌組織β-catenin mRNA和蛋白表達及pβ-cateninSer33/37Thr41蛋白表達見圖5、圖6：

圖5 各組小鼠骨骼肌β-catenin mRNA水平比較

圖6 各組小鼠骨骼肌β-catenin 蛋白和pβ-cateninSer33/37Thr41蛋白磷酸化水平比較

骨骼肌細胞β-catenin mRNA結果（圖5）顯示：NE組 較NC 組β-catenin mRNA 表 達 降 低15.00%（P <0.05）；HE組較HC組β-catenin mRNA表達降低61.9.0%（P < 0.01）； 而比較HC組和NC組小鼠骨骼肌β-catenin mRNA 表達時發(fā)現(xiàn)，HC 組表達顯著增加60%（P <0.05）。

骨骼肌β-catenin蛋白表達統(tǒng)計結果（圖6-A）所示：飲食和運動兩個主效應及其交互作用對骨骼肌細胞βcatenin蛋白表達均無顯著性影響。 HC組較NC組βcatenin蛋白表達增加16.21%；HE組較HC組β-catenin蛋白表達降低11.10%， 均無統(tǒng)計學差異。 骨骼肌pβcateninSer33/37Thr41蛋白表達結果（圖6-B）顯示：飲食和運動兩個主效應對pβ-cateninSer33/37Thr41蛋白表達有顯著性影響， 但其交互作用對pβ-cateninSer33/37Thr41蛋白無顯著影響，與其mRNA表達趨勢一致。 飲食主效應分析顯示：HC組與NC組相比，pβ-cateninSer33/37Thr41蛋白表達增加19.23%（P < 0.05）。 運動主效應分析顯示：與其安靜對照組比較，HE組pβ-cateninSer33/37Thr41蛋白表達降低25.8%（P < 0.01）。

4 討論

4.1 Wnt信號通路與高脂飲食誘導IR發(fā)生的關系

Wnt信號傳導通路參與機體細胞的生長、 增殖、分化、移動和細胞極性等過程[12]，該通路失調時可誘發(fā)多種癌癥以及糖脂代謝的紊亂。 近年來研究發(fā)現(xiàn)該通路的異常與肥胖、IR和T2DM等代謝性疾病的發(fā)生密切相關[5,13]。

研究發(fā)現(xiàn)激活狀態(tài)下的Wnt 信號通路可通過抑制轉錄因子（C/EBPα）和過氧化物酶體增生物激活受體γ（Peroxisome Proliferator-activated Receptor γ, PPARγ）的表達而抑制小鼠脂肪前體細胞分化為脂肪細胞[14]。另外，Wnts對胰島β細胞的形態(tài)和功能有重要調節(jié)作用，Wnt誘導葡萄糖刺激胰島素分泌和胰島β細胞的增殖[15]。 經(jīng)典Wnt信號通路可調節(jié)胰高血糖素基因轉錄過程，增加GLP-1表達，從而直接促進胰島β細胞增殖而減少其凋亡[16]。

人類遺傳學研究發(fā)現(xiàn)Wnt10b基因突變而導致功能缺失的雜合子與肥胖發(fā)生有密切關系[17]，同樣，LRP5基因的兩個單核苷酸多態(tài)性（Single Nucleotide Polymorphisms, SNPs）也與肥胖有關[18]。 多個研究證實Wnt通路中轉錄因子7類似物2 （Transcription Factor 7-Like 2,TCF7L2）編碼基因的多態(tài)性增加了人群對T2DM的易感性[19-22]。 而完全敲除TCF7L2基因的小鼠，出生后短時間內即死亡， 尸檢發(fā)現(xiàn)其小腸絨毛間小囊缺少增生性小室，表明腸內L細胞分泌GLP-1的功能受損[23]，導致胞內GLP-1對Wnt信號通路的負反饋調節(jié)異常， 影響胰島β細胞的生理功能[24]。

近年多個研究發(fā)現(xiàn)Wnt信號通路關鍵信號蛋白GSK3β和β-catenin與IR發(fā)生密切相關。研究發(fā)現(xiàn)胰島β細胞基因GSK3β敲除（β-GSK-3β-/-）的小鼠可通過改善機體糖耐受能力及促進β細胞增殖而抵抗高脂飲食誘導的IR[9,25]，而對骨骼肌細胞，GSK3β蛋白過表達的轉基因雄性小鼠的一項研究發(fā)現(xiàn)GSK3β蛋白過高表達可導致小鼠糖耐量受損， 這與由IR導致T2DM的患者機體GSK3β蛋白表達水平升高是一致的[26]。且最近有研究表明GSK3作為胰島素受體的下游信號分子之一，在胰島素信號傳導過程中發(fā)揮著負調控作用， 其抑制劑（CT 99021和CT 20026） 在治療IR及T2DM等代謝性疾病中發(fā)揮著重要作用。 Ye等采用RNA干擾技術沉默βcatenin時， 發(fā)現(xiàn)β-catenin作為PI3-Akt-GSK3β信號通路一個重要的下游信號分子，可調控機體血清IGF-1生理功能，與IR和T2DM的發(fā)生密切相關[27]。 本實驗通過小鼠高脂飲食10周建立IR動物模型。 與Con組小鼠相比，IR組小鼠的OGTT、FINs 及胰島β細胞形態(tài)學結果顯示，10周高脂飲食可成功誘導小鼠IR發(fā)生。 本實驗結果顯示發(fā)生IR的小鼠骨骼肌GSK3β基因和GSK3βSer9蛋白磷酸化表達下調， 而β-catenin基因、 β-catenin-Ser33/37和β-catenin Thr41蛋白磷酸化表達上調。

綜上，Wnt信號通路及其信號傳導通路的多個信號分子 （如Wnt10b、LRP5、TCF7L2、GSK3β 和β-catenin)在胰島素信號傳導及調控中發(fā)揮重要作用， 與IR的發(fā)生密切相關。

4.2 Wnt信號通路與有氧運動改善IR的關系

運動調控機體骨骼肌組織的多個代謝和轉錄過程，既可以引起基因轉錄過程的短時變化，也可以使蛋白質代謝率發(fā)生長期適應性變化， 因此在IR等代謝性疾病的預防及治療中發(fā)揮重要作用， 但其中的分子機制尚不完全清楚。 本實驗6周有氧運動干預后，OGTT、FINs及胰島β細胞形態(tài)學結果顯示：6周有氧運動可顯著增強機體葡萄糖代謝能力，提高機體胰島素敏感性，部分逆轉長期高脂飲食誘導的機體糖耐量受損狀況，改善IR癥狀。 小鼠骨骼肌基因及蛋白表達結果顯示：相較HC組小鼠，HE組小鼠骨骼肌GSK3β基因和GSK3β-Ser9蛋 白 磷 酸 化 表 達 增 加， 而β-catenin 基 因、 βcatenin-Ser33/37和β-catenin-Thr41蛋白磷酸化表達降低。提示有氧運動可能通過激活Wnt信號通路及影響該通路的關鍵信號分子表達而抑制和改善高脂飲食誘導的IR發(fā)生。

GSK3β是Wnt信號通路上的一個重要信號分子，當GSK3β被蛋白激酶B（PKB/Akt）激活后可使下游信號分子β-catenin發(fā)生磷酸化。 β-catenin調控細胞骨架及黏附生理過程，在骨的形成和發(fā)育過程中發(fā)揮重要作用。由此推測運動或機械力刺激可能對GSK3β和β-catenin的表達具有調控作用。 目前，運動對組織細胞GSK3β和β-catenin的表達及活性影響尚存爭議。 出現(xiàn)不同實驗結果的原因還不清楚， 推測可能與實驗所采用的運動強度、 運動方式、 運動時間及選用動物種屬等因素有關。 研究發(fā)現(xiàn)人類骨骼肌的收縮活動可調節(jié)GSK3和βcatenin分子的生物活性。 當以75%和125%的最大負荷運動時， 股外側骨骼肌細胞GSK3α上Ser21位點的磷酸化水平升高，其活性均降低了30%，而GSK3β的活性卻無明顯變化， 推測運動可能部分影響GSK3蛋白的活性；而β-catenin在Ser33/37及Thr41位點的磷酸化水平降低并伴隨活性下降50%～60%[11]。 但Wojtaszewski等研究發(fā)現(xiàn)，50%和75%最大負荷的運動可使GSK3α活性增強[28]。還有研究表明運動并不能引起GSK3α在Ser21位點發(fā)生磷酸化，僅增加了GSK3β在Ser9位點的磷酸化水平，且對其活性無影響[29]。 另有研究發(fā)現(xiàn)，在一次極限運動時， 不論是紅肌纖維還是白肌纖維，β-catenin在Ser33/37及Thr41位點均發(fā)生完全去磷酸化； 且其去磷酸化程度隨著運動強度增大升高，活性也顯著增加，但與運動時間無密切關聯(lián)[9]。提示β-catenin的磷酸化與運動時骨骼肌消耗糖原高度相關， 而糖原的消耗量正是評價運動強度的一個指標。 還有研究發(fā)現(xiàn)，受試者接受為期8周力量運動訓練及力量-速度運動訓練后， 只有力量-速度運動訓練組受試者的骨骼肌細胞β-catenin蛋白表達量上調，而力量運動訓練組未出現(xiàn)顯著變化[30]。 Baltgalvis等選用Apc（Min/+）小鼠進行有氧運動，發(fā)現(xiàn)運動組小鼠息肉組織內β-catenin的磷酸化水平較其對照組升高3.3倍， 證明有氧運動可抑制機體腸息肉細胞腫瘤的發(fā)生[31]。

本研究發(fā)現(xiàn)長期有氧運動可改變小鼠骨骼肌組織GSK3β和β-catenin基因及蛋白磷酸化表達水平， 顯著激活Wnt信號傳導通路。 而激活的Wnt信號通路可抑制脂肪的形成及促進胰島β細胞的增殖，調控機體糖脂代謝等。 這可能是信號分子GSK3β和β-catenin通過有氧運動改善IR的分子機制之一。

此外，Wnt信號通路可與細胞內多個胰島素信號通路發(fā)生相互作用， 而信號分子GSK3β和β-catenin作為諸多通路“交叉點”發(fā)揮生理效能。研究發(fā)現(xiàn)Wnt可以激活哺乳動物雷帕霉素靶蛋白 （Mammalian Target of Rapamycin，mTOR）信號通路而促進機體蛋白翻譯和細胞生長。 一磷酸腺苷活化蛋白激酶 （AMP-activated Protein Kinase, AMPK）和GSK3作用于結節(jié)性硬化復合物蛋白2（Tuberous Sclerosis Complex 2, TSC2），使其發(fā)生磷酸化[32]。 有研究認為長期有氧運動可以抑制細胞mTOR信號通路活性， 抑制mTOR及其下游信號分子核糖體S6激酶1（S6K1）的表達，通過顯著上調過氧化物酶體增殖物激活受體γ輔助激活因子α（PGC-1α）的表達而提高細胞線粒體能量代謝， 增強組織細胞對胰島素的敏感性，從而改善機體IR[33，34]。 本實驗同組人員檢測小鼠6周有氧運動后骨骼肌細胞mTOR及S6K1的表達變化，發(fā)現(xiàn)與上述研究結果一致。 近年多項研究已證實有氧運動激活AMPK信號通路可改善機體IR癥狀[35，36]。 另有研究認為GSK3抑制胰島素效能的途徑可能有以下兩種：（1）通過磷酸化糖原合酶抑制其活性；（2）通過磷酸化胰島素受體1 （Insulin Receptor Substrate-1, IRS-1）使其降解，從而減少與胰島素受體的相互作用，并抑制葡萄糖的轉運[11]。 GSK3也是經(jīng)典胰島素信號通路磷脂酰肌醇-3激酶/蛋白激酶B （PI3K/PKB） 的下游信號分子， 而近年來研究已證實有氧運動可通過該通路提高機體胰島素敏感性，預防和治療IR[37，38]。因此Wnt信號分子GSK3β和β-catenin可能通過與多個胰島素信號通路的交互作用發(fā)揮生理功能， 這可能是它們通過有氧運動改善IR的另一種分子機制。

5 結論

6周有氧運動可增加小鼠骨骼肌組織GSK3β基因和GSK3β-Ser9蛋白磷酸化表達， 降低其下游信號βcatenin基因和β-catenin-Ser33/37、β-catenin-Thr41蛋白磷酸化表達。表明有氧運動可調控Wnt通路關鍵信號分子的表達，顯著性激活此通路，從而發(fā)揮其抑制機體脂肪細胞生成，促進胰島β細胞的增殖等生理功能，部分緩解高脂飲食誘導的IR。 本研究結果為有氧運動提高機體胰島素敏感性而改善IR分子生物學機制研究及臨床治療代謝性疾病提供理論依據(jù)。

[1] BoucherJ,KleinriddersA，KahnCR.Insulin receptor signaling in normal and insulin-resistant states.Cold Spring Harb Perspect Biol, 2014, 6(1). doi: 10.1101/cshperspect.a009191.

[2] de Assis AM, Rieger DK, Longoni A, et al. High fat and highly thermolyzed fat diets promote insulin resistance and increase DNA damage in rats. Exp Biol Med，2009，234(11):1296-1304.

[3] Cui J, Bai Y, Li M, et al. Effects of different intensity exercise on blood glucose, adolescent obesity rats insulin sensitivity and RBP4. Wei Sheng Yan Jiu，2014, 43(4):535-540.

[4] Hawley JA, Lessard SJ. Exercise training-induced improvements in insulin action. Acta Physiol (Oxf)，2008, 192(1):127-135.

[5] Colaianni G, Brunetti G, Faienza MF. Osteoporosis and obesity: Role of Wnt pathway in human and murine models.World J Orthop，2014, 5(3):242-246.

[6] Tian F, Zhang YJ, Li Y, et al. Celecoxib ameliorates nonalcoholic steatohepatitis in type 2 diabetic rats via suppression of the non -canonical Wnt signaling pathway expression. PLoS One，2014, 9 (1):e83819. doi: 10.1371/journal.pone

[7] Schinner S. Wnt -signaling and the Metabolic Syndrome.Horm Metab Res，2009, 41(2): 159-163.

[8] Kim MH, Jee JH, Park S, et al. Metformin enhances glucagon-like peptide 1 via cooperation between insulin and Wnt signaling. J Endocrinol，2014, 220(2):117-128.

[9] Liu Y, Tanabe K, Baronnier D, et al. Conditional ablation of Gsk-3β in islet beta cells results in expanded mass and resistance to fat feeding -induced diabetes in mice.Diabetologia，2010, 53(12):2600-2610.

[10] Zhong QL, Liu FR, Liu DW, et al. Expression of β-catenin and cyclin D1 in epidermal stemcells of diabetic rats. Mol Med Report，2011, 4(2):377-381.

[11] Pearce NJ, Arch JR, Clapham JC, et al. Development of Glucose Intolerance in Male Transgenic Mice Overexpressing Human Glycogen Synthase Kinase-3β on a Muscle-Specific Promoter. Metabolism，2004, 53(10):1322-1330.

[12] Lien WH, Fuchs E. Wnt some lose some: transcriptional governance of stem cells by Wnt/β-catenin signaling. Genes Dev，2014, 28(14):1517-1532.

[13] Christodoulides C, Lagathu C, Sethi JK, et al. Adipogenesis and WNT signalling. Trends Endocrinol Metab，2009, 20(1):16-24.

[14] Kim MB, Song Y, Kim C, et al. Kirenol inhibits adipogenesis through activation of the Wnt/β-catenin signaling pathway in 3T3-L1 adipocytes. Biochem Biophys Res Commun，2014,445(2):433-438.

[15] Fujimoto WY. The importance of insulin resistance in the pathogenesis of type 2 diabetes mellitus. Am J Med，2000,108 Suppl 6a:9S-14S.

[16] Xiong X, Shao W, Jin T. New insight into the mechanisms underlying the function of the incretin hormone glucagon-like peptide-1 in pancreatic β-cells: the involvement of the Wnt signaling pathway effector β-catenin. Islets，2012, 4 (6):359-365.

[17] Wend P, Wend K, Krum SA, et al. The role of WNT10B in physiology and disease. Acta Physiol (Oxf)，2012, 204(1):34-51.

[18] Joiner DM, Ke J, Zhong Z, et al. LRP5 and LRP6 in development and disease. Trends Endocrinol Metab，2013, 24(1):31-39.

[19] Le Bacquer O, Shu L, Marchand M, et al. TCF7L2 splice variants have distinct effects on beta -cell turnover and function. Hum Mol Genet，2011, 20(10):1906-1915.

[20] Uma Jyothi K, Jayaraj M, Subburaj KS, et al. Association of TCF7L2 gene polymorphisms with T2DM in the population of Hyderabad, India. PLoS One，2013, 8(4):e60212. doi: 10.1371/ journal. pone.0060212.

[21] Hussain H，Ramachandran V，Ravi S，et al. TCF7L2 rs 7903146 polymorphism and diabetic nephropathy association is not independent of type 2 diabetes-a study in a south Indian population and meta-analysis. Endokrynol Pol，2014, 65(4):298-305.

[22] Shokouhi S, Delpisheh A, Haghani K, et al. Association of rs7903146, rs12255372, and rs290487 polymorphisms in TCF7L2 gene with type 2 diabetes in an Iranian Kurdish ethnic group. Clin Lab，2014, 60(8):1269-1276.

[23] Korinek V, Barker N, Moerer P, et al. Depletion of epithelial stem-cell compartments in the small intestine of mice lacking Tcf-4. Nat Genet，1998, 19(4):379-383.

[24] Yi F, Brubaker PL, Jin T. TCF-4 mediates cell type-specific regulation of proglucagon gene expression by beta-catenin and glycogen synthase kinase-3 beta. J Biol Chem，2005, 280(2): 1457-1464.

[25] Zahoor M, Cha PH, Choi KY. Indirubin -3’ -oxime, an activator of Wnt/β-catenin signaling, enhances osteogenic commitment of ST2 cells and restores bone loss in high-fat diet-induced obese male mice. Bone，2014, 65:60-68.

[26] Zhang T, Fang M, Fu ZM, et al. Expression of PI3-K, PKB and GSK-3 β in the skeletal muscle tissue of gestational diabetes mellitus. Asian Pac J Trop Med，2014, 7(4):309-312.

[27] Ye P, Hu Q, Liu H Glia, et al. Beta -catenin mediates insulin-like growth factor-I actions to promote cyclin D1 mRNA expression, cell proliferation and survival in oligodendroglial cultures. Glia，2010, 58(9):1031-1041.

[28] Wojtaszewski JF, Nielsen P, Kiens B, et al. Regulation of glycogen synthase kinase-3 in human skeletal muscle: effects of food intake and bicycle exercise. Diabetes，2001, 50(2):265-269.

[29] Markuns JF, Wojtaszewski JF, Goodyear LJ. Insulin and exercise decrease glycogen synthase kinase -3 activity by different mechanisms in rat skeletal muscle. J Biol Chem，1999, 274 (35):24896-24900.

[30] Leal ML, Lamas L, Aoki MS, et al. Effect of different resistance-training regimens on the WNT-signaling pathway.Eur J Appl Physiol，2011, 111(10):2535-2545.

[31] Baltgalvis KA, Berger FG, Pena MM, et al. Effect of exercise on biological pathways in ApcMin/+ mouse intestinal polyps.J Appl Physiol，2008, 104(4):1137-1143.

[32] Inoki K, Ouyang H, Zhu T, et al. TSC2 Integrates Wnt and Energy Signals via a Coordinated Phosphorylation by AMPK and GSK3 to Regulate Cell Growth. Cell，2006, 126 (5): 955-968.

[33] Ogasawara R, Sato K, Matsutani K, et al. The order of concurrent endurance and resistance exercise modifies mTOR signaling and protein synthesis in rat skeletal muscle. Am J Physiol Endocrinol Metab，2014, 306(10):E1155-1162 .

[34] Cunningham JT, Rodgers JT, Arlow DH. mTOR controls mitochondrial oxidative function through a YY1 -PGC -1α transcriptional complex. Nature，2007, 450(170):736-741.

[35] Passos MC, Goncalves MC. Regulation of insulin sensitivity by adiponectin and its receptors in response to physical exercise. Horm Metab Res，2014, 46(9):603-608.

[36] Li L, Li ZJ. Progress on relationship between exercise improving insulin resistance and AMP -activated protein kinase. Sheng Li Xue Bao，2014, 66(2):231-240.

[37] Hamilton DL, Philp A, MacKenzie MG, et al. A limited role for PI (3,4,5) P3 regulation in controlling skeletal muscle mass in response to resistance exercise. PLoS One，2010, 5(7):e11624. doi: 10.1371/journal.pone.0011624.

[38] Weeks KL, Gao X, Du XJ, et al. Regulator of exerciseinduced cardioprotection and PI3K gene therapy rescues cardiac dysfunction. Circ Heart Fail，2012, 5(4):523-534.