摘要：總結(jié)了近年來(lái)水稻葉片衰老的最新研究成果，包括葉片衰老的生理生化變化，衰老相關(guān)基因的研究情況等，同時(shí)對(duì)未來(lái)研究的問題進(jìn)行了討論。

關(guān)鍵詞：水稻；葉片；衰老；基因

中圖分類號(hào)：S511 文獻(xiàn)標(biāo)識(shí)碼：ADOI編碼：10.3969/j.issn.1006-6500.2013.04.005

Advances of Research on Leaf Senescence in Rice

ZHANG Bao-lai

（Tianjin Key Laboratory of Animal and Plant Resistance， College of Life Science， Tianjin Normal University， Tianjin 300387， China）

Abstract： The latest research progresses in rice leaf senescence were summarized， including physiological changes， senescence-associated genes and the prospective problems for further researches.

Key words： rice； leaf； senescence； gene

正常生長(zhǎng)條件下，植物葉片衰老是一個(gè)主動(dòng)的過(guò)程，而不是一個(gè)被動(dòng)過(guò)程。植物葉片衰老主要由葉齡信息控制，是一種細(xì)胞程序性死亡（programmed cell death，PCD），是長(zhǎng)期進(jìn)化過(guò)程中形成的適應(yīng)性，具有重要的生物學(xué)意義。葉片衰老過(guò)程中，營(yíng)養(yǎng)物質(zhì)被轉(zhuǎn)移到生殖器官或其他生長(zhǎng)旺盛的部位，使其能得到充分利用[1]。在農(nóng)業(yè)生產(chǎn)上，水稻成熟后稻穗中60%～90%的碳由抽穗后葉片光合作用供給[2]，因而葉片過(guò)早衰老將嚴(yán)重影響作物的產(chǎn)量和品質(zhì)[3]。另外，在不良外界環(huán)境的影響下，水稻葉片常會(huì)過(guò)早的變黃枯萎，從而使其營(yíng)養(yǎng)生長(zhǎng)不良，造成生殖器官灌漿不盈，空秕粒增多，大大影響了產(chǎn)量。因此，探明水稻葉片衰老的機(jī)理，采取適當(dāng)?shù)姆椒ê图夹g(shù)延緩或防止早衰，對(duì)于進(jìn)一步提高產(chǎn)量，減少因不良環(huán)境而導(dǎo)致的損失，為水稻的分子育種提供設(shè)計(jì)方案，確保糧食安全具有重要的意義。

1水稻葉片衰老的形態(tài)特征及生理生化變化

水稻衰老后最明顯的形態(tài)變化就是葉片顏色由綠變黃，葉片黃化程度越高，衰老越嚴(yán)重。為了準(zhǔn)確描述衰老程度，人們建立起多種生理生化指標(biāo)進(jìn)行衡量，早期研究多集中于觀察衰老前后各種生物大分子的含量變化，以及內(nèi)外在因素對(duì)衰老的影響。

早期研究發(fā)現(xiàn)，衰老起始后，葉綠體的大小、數(shù)目會(huì)逐漸減少，葉綠素含量降低，光合能力急劇下降。同時(shí)，細(xì)胞內(nèi)各種水解酶的活性提高，水解反應(yīng)加強(qiáng)，大多數(shù)蛋白質(zhì)降解[4]。植物體內(nèi)活性氧清除系統(tǒng)功能下降，活性氧濃度升高，使膜脂的脂肪酸鏈過(guò)度氧化，產(chǎn)生大量丙二醛（MDA）。MDA能引起蛋白質(zhì)分子交聯(lián)，破壞結(jié)構(gòu)蛋白和酶的活性，使細(xì)胞的生理功能喪失[5]。在水稻抽穗后，人工噴施具有細(xì)胞分裂素活性的物質(zhì)如6-芐基腺嘌呤（6-BA）、4PU-30等能延遲葉片衰老[6-7]。在雜交稻生育后期降低庫(kù)源比，也能明顯減緩衰老的進(jìn)程[8]。

近年來(lái)，研究逐步轉(zhuǎn)向衰老后新產(chǎn)生的生物分子方面。Kusaba等[9]發(fā)現(xiàn)，衰老起始后，一部分與集光復(fù)合體Ⅱ（LHCⅡ）結(jié)合的葉黃素游離出來(lái)，轉(zhuǎn)變?yōu)槿~黃素-3-乙酸，這是一種新的類胡蘿卜素衍生物。衰老還誘使體內(nèi)5-羥色胺的合成[10]，它幾乎與色氨酸脫羧酶（TDC）合成同步，并具有很高的抗氧化性。TDC表達(dá)的轉(zhuǎn)基因植株也積累了高水平的5-羥色胺，同時(shí)表現(xiàn)出衰老延遲，而TDC RNAi轉(zhuǎn)基因植株只有少量的5-羥色胺，且加速衰老。表明5-羥色胺可以延緩植物的衰老進(jìn)程。Byeon等 [11]研究了水稻離體葉片衰老時(shí)褪黑激素（melatonin）的合成，發(fā)現(xiàn)葉片在連續(xù)光照下能產(chǎn)生大量的褪黑激素及其前體，而黑暗中水平卻很低，說(shuō)明衰老中葉片褪黑激素的合成依賴于光信號(hào)，這一點(diǎn)與動(dòng)物界在黑暗中分泌褪黑激素恰恰相反。

對(duì)核酮糖-1，5-二磷酸羧化/加氧酶（Rubisco）的研究也一直是熱點(diǎn)，Rubisco的含量一般占葉片可溶性蛋白的50%以上，與光合活性密切相關(guān)，在衰老中使用抗氧化劑可以緩解Rubisco大亞基含量的下降， 而氧化劑則加速其降解[12]。衰老起始后Rubisco的合成被阻抑，但在體外增加氮供給后，又可檢測(cè)到葉片rbcS和rbcL的mRNA含量上升，并且翻譯效率提高，說(shuō)明氮流入能夠刺激葉片Rubisco的合成[13]。

2水稻葉片衰老過(guò)程及其調(diào)控

2.1水稻葉片衰老過(guò)程

水稻葉片衰老大致可分為起始（initiation），降解（degeneration）和終止（terminal）3個(gè)階段（圖1）。首先在植物內(nèi)部基因和外部環(huán)境的調(diào)控下，葉片衰老被啟動(dòng)，而后進(jìn)入大分子物質(zhì)降解階段，一些大分子物質(zhì)如氨基酸，蛋白質(zhì)，脂類和葉綠素等被降解。最后伴隨著DNA和膜系統(tǒng)崩解，細(xì)胞死亡，衰老終止。

2.2衰老起始的基因調(diào)控

在水稻葉片衰老起始后，DNA水平變化較小，而總的RNA變化較大，其中大多數(shù)mRNA減少或消失，少部分mRNA的含量增加，還有新的mRNA產(chǎn)生[14]。說(shuō)明大部分基因在衰老中受到抑制或停止表達(dá)，而另一些基因被激活。一般把受抑制的基因稱為衰老下調(diào)基因（senescence down-regulation genes， SDGs），編碼與光合作用有關(guān)的蛋白質(zhì)的基因就屬于此類，如葉綠素a、b合成酶， 集光復(fù)合體，電子傳遞體，光合系統(tǒng)Ⅱ等 [15-16]；另一類在衰老階段被激活的基因稱為衰老相關(guān)基因（senescence-asociated genes， SAGs），也稱作衰老上調(diào)基因（senescence up-regulation genes）。其中，有一類SAGs僅在衰老階段才表達(dá)，如SAG12、SAG13[17]、LSC54和LSC94[18]，這類基因可以作為衰老過(guò)程中的特性基因，檢測(cè)某些生化過(guò)程是否與衰老有關(guān)；另一些SAGs在葉片生長(zhǎng)初期就有低水平的表達(dá)，只是在衰老開始后表達(dá)量顯著增強(qiáng)。不同的衰老誘導(dǎo)因子能引起不同的衰老相關(guān)基因表達(dá)變化，進(jìn)而調(diào)節(jié)葉片衰老[19]。

2.3衰老過(guò)程中物質(zhì)的降解

衰老被起始以后，細(xì)胞進(jìn)入分子降解階段，各種與降解有關(guān)的酶被激活，胞內(nèi)蛋白質(zhì)、脂質(zhì)等被分解，有一部分又輸送到其他部位重新利用。此階段的活性氧清除酶系統(tǒng)也遭到破壞，有害物質(zhì)不能及時(shí)清除，進(jìn)一步加速衰老的進(jìn)程。

2.3.1與蛋白質(zhì)代謝有關(guān)基因這類基因大多編碼蛋白酶及泛素途徑中的轉(zhuǎn)移酶，主要參與蛋白質(zhì)的降解。Osl295和一種編碼天冬氨酸蛋白酶oryzasin1的基因表現(xiàn)出90%的同源性，可能是蛋白酶基因家族的一個(gè)新成員[20]。ORE9基因是從擬南芥的延遲衰老突變體中分離出的，編碼F-box蛋白，在植物體內(nèi)形成SCF復(fù)合體，在泛素蛋白質(zhì)降解途徑起重要作用[21]。擬南芥ore9突變體的離體葉片和整個(gè)植株都能夠延遲黑暗和過(guò)氧化氫脅迫產(chǎn)生的葉片衰老和細(xì)胞死亡[22]。水稻的DWARF3基因與MAX2/ORE9基因同源，用DWARF3功能喪失突變體研究其在黑暗或過(guò)氧化氫誘導(dǎo)下的衰老，發(fā)現(xiàn)葉綠素降解，膜離子通透性和SAGs表達(dá)量等衰老指標(biāo)比野生型慢1～3 d。水稻中DWARF3、HTD1、DWARF10基因分別是擬南芥的MAX2/ORE9、MAX3、MAX4的同源基因，其mRNA水平在細(xì)胞衰老死亡過(guò)程中均上升。這些結(jié)果表明水稻DWARF3蛋白參與葉片衰老或細(xì)胞凋亡的調(diào)控過(guò)程[23]。

2.3.2與氨基酸代謝相關(guān)的基因衰老葉片中氨基酸的降解可以使氮得到重新利用，這對(duì)整個(gè)生命體非常有意義。在氨基酸降解過(guò)程中，Osl2，Osh36，Osl20，Osl55和Osl30與氨基酸代謝相關(guān)，其中Osl2基因含有19個(gè)外顯子，編碼包含516個(gè)氨基酸的含有一個(gè)保守的磷酸吡哆醛結(jié)合結(jié)構(gòu)域的蛋白質(zhì)。該蛋白含有一個(gè)推斷的線粒體定向序列，具有丙酮酸鹽依賴的γ-氨基丁酸（GABA）轉(zhuǎn)氨酶活性，可能在線粒體中起作用。Osl2在衰老的葉片中特異性表達(dá)，在揚(yáng)花期后表達(dá)量迅速上升，灌漿期達(dá)到最高。經(jīng)測(cè)定，葉片灌漿期的GABA轉(zhuǎn)氨酶活性約為苗期的4倍[24]；Osl30編碼4-羥基苯丙酮酸雙加氧酶（HPPD），參與芳香族氨基酸的降解，其轉(zhuǎn)錄本在灌漿期葉片只剩45%～60%葉綠素時(shí)才大量出現(xiàn)[20]。GS1和GS2是水稻中兩個(gè)谷氨酰胺合成酶基因，GS1位于細(xì)胞質(zhì)中，在衰老的葉片中GS1的表達(dá)量下降，osgs1-1突變體表現(xiàn)為生長(zhǎng)能力和灌漿速率的嚴(yán)重下降。而GS2存在于葉綠體，在衰老葉片中表達(dá)量上升[25-26]。水稻葉片衰老中常用這兩個(gè)基因作為檢測(cè)其衰老的一種指標(biāo)。

2.3.3與脂代謝有關(guān)基因Osl57和Osl85與脂肪酸的降解和轉(zhuǎn)運(yùn)相關(guān)，其表達(dá)量都在灌漿期顯著上升并且在結(jié)實(shí)期又下降。Osh69是一個(gè)定位在8號(hào)染色體上的單拷貝基因，由13個(gè)外顯子組成，編碼糖基水解酶家族中一種堿性α-半乳糖苷酶，對(duì)α-1，6-寡聚半乳糖和二半乳糖?；视途哂兴饣盍?。其表達(dá)量在自然衰老和黑暗、激素等脅迫下都上調(diào)。Osh69定位在衰老葉片的葉綠體中，極有可能在葉片衰老過(guò)程中對(duì)葉綠體半乳糖脂的降解起重要作用[27]。

2.3.4與其他調(diào)控過(guò)程相關(guān)的基因一種CCCH型鋅指蛋白基因OsDOS與激素調(diào)控途徑有關(guān)，該基因定位在細(xì)胞核中，衰老時(shí)表達(dá)量下調(diào)。過(guò)表達(dá)OsDOS產(chǎn)生衰老延遲，用RNAi加速衰老。全基因組表達(dá)分析表明OsDOS是通過(guò)抑制茉莉酸途徑來(lái)延遲葉片衰老[28]。OsRab7B3基因編碼一種小GTP結(jié)合蛋白，在衰老時(shí)表達(dá)上調(diào)，參與細(xì)胞間物質(zhì)運(yùn)輸。過(guò)表達(dá)OsRab7B3的植株衰老增強(qiáng)，葉片黃化提早發(fā)生[29]。

2.4衰老的終止

經(jīng)過(guò)一系列降解過(guò)程，衰老進(jìn)入終止階段，葉片完全變成深黃色直至枯萎。這一階段的標(biāo)志性事件是葉片細(xì)胞染色體凝集和DNA斷裂，而后液泡和細(xì)胞器裂解[30]。細(xì)胞死亡是衰老的最終階段，從而使植物在器官上完成整個(gè)生命過(guò)程。

3水稻早衰突變體的研究

在水稻衰老研究中，產(chǎn)生了一些早衰突變體，有的突變體在抽穗期后葉綠素含量快速下降，還有些在苗期葉片就表現(xiàn)出衰老特性，不能完成整個(gè)生長(zhǎng)周期。通過(guò)對(duì)突變基因的研究，加深了我們對(duì)衰老基因調(diào)控的認(rèn)識(shí)。ygl1是一種葉綠素缺失突變體，在幼嫩的植株中出現(xiàn)黃綠色葉片，葉綠素合成減少，葉綠體發(fā)生延遲。ygl1基因位于第5染色體，編碼葉綠素合成酶。突變體在ygl1的保守區(qū)發(fā)生了一個(gè)錯(cuò)義突變，而且，其他有關(guān)葉綠體發(fā)生的基因也都減少表達(dá)，說(shuō)明葉綠素前體水平對(duì)核基因編碼的葉綠體蛋白有負(fù)反饋調(diào)節(jié)作用[31]。sms1是水稻的一個(gè)自發(fā)突變體，表現(xiàn)為早衰和雄性不育，葉綠素含量和花粉活力都較低。遺傳分析表明，該突變體受單一隱性基因控制。圖位克隆將sms1基因定位到水稻第8染色體大約67 kb的區(qū)段內(nèi)。在這一區(qū)段還沒有已知這樣功能的基因，sms1的克隆和功能還在研究中[32]。Jiao等[33]發(fā)現(xiàn)了一個(gè)葉片快速衰老突變體rls1，衰老時(shí)葉綠體快速降解，葉片表面散布著類似病斑的黃棕色小斑點(diǎn)。RLS1位于2號(hào)染色體，編碼一個(gè)C端含有ARM結(jié)構(gòu)域，N端含核酸結(jié)合位點(diǎn)（NB）的蛋白。突變體中有一個(gè)C到T的堿基替換，使蛋白中的Ser替換為Phe。RLS1在暗誘導(dǎo)衰老中表達(dá)量上調(diào)，并被細(xì)胞分裂素抑制。過(guò)表達(dá)RSL1的轉(zhuǎn)基因植株能輕微降低葉綠素含量，加快葉片的衰老。另一個(gè)葉斑突變體spl28從粳稻Hwacheongbyeo中用化學(xué)誘變得到，在分蘗期產(chǎn)生小的紅褐色葉斑，揚(yáng)花期后斑點(diǎn)彌散到整個(gè)葉片表面，同時(shí)葉綠素和可溶蛋白含量迅速下降，葉片枯萎死亡，產(chǎn)生的種子干癟且大多不育。SPL28位于1號(hào)染色體長(zhǎng)臂，編碼一個(gè)網(wǎng)格型銜接蛋白復(fù)合物1（clathrin-associated adaptor protein complex 1）的中間亞基μ1（AP1M1），參與高爾基體介導(dǎo)的囊泡運(yùn)輸，其功能異常會(huì)引起損傷性過(guò)敏反應(yīng)并起始葉片衰老[34]。從粳稻Hitomebore中也誘變出一種早衰突變體Oslms，在揚(yáng)花期后也出現(xiàn)紅褐色的葉斑，并加速衰老，這和spl28類似，但Oslms結(jié)出的種子仍然大而飽滿。OsLMS編碼一個(gè)雙鏈RNA結(jié)合蛋白，突變體中存在一個(gè)G到A的堿基置換，使內(nèi)含子的剪接位點(diǎn)發(fā)生改變而提前形成終止子。OsLMS與擬南芥中控制脅迫應(yīng)答和發(fā)育的FIERY2/CPL1基因同源，突變體也表現(xiàn)出對(duì)寒冷敏感，表明OsLMS是脅迫應(yīng)答中的一個(gè)負(fù)調(diào)控因子[35]。

4水稻滯綠突變體的研究

一般來(lái)說(shuō)，隨著葉片的衰老，葉綠素含量下降，葉片變黃，這已是植物衰老的標(biāo)志性特征。而在很多禾谷類植物的突變體中，存在一種滯綠（stay green）現(xiàn)象。滯綠是指葉片在谷物成熟期以后仍能保持綠色而不黃化的一種表型特征。大多數(shù)滯綠突變體僅是葉綠素降解的某一步被阻斷，衰老正常進(jìn)行，光合作用未見增加，是無(wú)功能突變。而有一些突變體能夠延長(zhǎng)灌漿期葉片的光合作用時(shí)間，屬于功能型突變。

4.1無(wú)功能性滯綠突變體

近年來(lái)，國(guó)內(nèi)外利用化學(xué)或輻射誘變等方法獲得了一些滯綠突變體?；瘜W(xué)誘變上，Cha等[36]用N-甲基-N-亞硝基脲誘變粳稻Hwacheong-wx，獲得了一個(gè)受單一隱性基因控制的滯綠突變體sgr（t）。抽穗后，突變體的葉綠素含量下降緩慢，野生型則驟減。但兩者光合效率無(wú)明顯區(qū)別，突變只影響了葉綠素的降解速度，并不改善光合能力，屬于無(wú)功能型突變。sgr（t）基因被粗定位于9號(hào)染色體長(zhǎng)臂RG622和C985之間，大約3.9 cM范圍內(nèi)。而后，該基因的另一等位突變體sgr被發(fā)現(xiàn)，在自然衰老和黑暗誘導(dǎo)的衰老中均產(chǎn)生滯綠表型。該基因被命名為Sgr，并精確定位在9號(hào)染色體4.3 kb范圍內(nèi)，編碼含274個(gè)氨基酸，帶有葉綠體信號(hào)肽的蛋白。過(guò)表達(dá)Sgr的植株葉片呈棕黃色[37]。研究還發(fā)現(xiàn)，類嚢體膜上的葉綠素集光復(fù)合蛋白（LHCP）去穩(wěn)定化是葉綠素降解的先決條件，推測(cè)Sgr蛋白誘導(dǎo)LHCP解聚。突變體的Sgr蛋白無(wú)功能，因此LHCP能保持穩(wěn)定從而阻礙葉綠素降解，產(chǎn)生滯綠性狀。用γ射線照射粳稻Huazhiwu也分離出該基因的另一等位突變體。在衰老期間葉綠素含量和類嚢體膜結(jié)構(gòu)穩(wěn)定，但仍喪失光合能力。突變的基因被定名為SGR，編碼一種含有葉綠體轉(zhuǎn)運(yùn)肽的蛋白，存在于基質(zhì)和類嚢體膜上，在衰老時(shí)表達(dá)上調(diào)[38]。進(jìn)一步研究發(fā)現(xiàn)，過(guò)表達(dá)SGR的植株葉片中類嚢體基粒的片層數(shù)減少，單線態(tài)氧（singlet oxygen）等形式的活性氧大量形成，并在葉綠體周圍產(chǎn)生細(xì)胞死亡表型。基因芯片分析顯示出一系列單線態(tài)氧的應(yīng)答信號(hào)，這為分子水平上觀察植物對(duì)單線態(tài)氧的應(yīng)答提供了新方式[39]。Kusaba等[40]發(fā)現(xiàn)一種滯綠突變體nyc1，其葉片在揚(yáng)花期后仍不變黃。研究表明，nyc1在1號(hào)染色體，編碼含三段跨膜結(jié)構(gòu)域的氧化還原酶，推測(cè)為是葉綠素b還原酶，調(diào)節(jié)LHCⅡ和類嚢體膜蛋白在衰老中的降解。兩年后，該實(shí)驗(yàn)室發(fā)現(xiàn)另一種突變體nol，表型與nyc1極為相似，同樣抑制葉綠素降解。但對(duì)于nol nyc1雙突變體，葉綠素降解的阻抑程度并未加強(qiáng)，與單突變體無(wú)異。系統(tǒng)進(jìn)化分析揭示NOL是與NYC1關(guān)系最密切的蛋白，有葉綠素b還原酶的活性。推測(cè)NOL和NYC1是共同在類嚢體膜上形成復(fù)合體，起葉綠素b還原酶的作用[41]。Morita等[42]發(fā)現(xiàn)了滯綠突變體nyc3。在黑暗誘導(dǎo)的衰老中，nyc3比野生型保持更高的葉綠素含量，但光合速率等仍下降。連鎖分析將NYC3定位在6號(hào)染色體著絲粒區(qū)域，編碼一個(gè)含有脂酶序列的α/β水解酶家族蛋白。

4.2功能性滯綠突變體

目前功能型滯綠突變體的報(bào)道很少。SNU-SG1是最新發(fā)現(xiàn)的一種滯綠突變體，抽穗后葉片保持嫩綠。其光合速率、光轉(zhuǎn)換效率等仍有較高水平。這主要由于葉片葉綠素含量高和光合系統(tǒng)Ⅱ降解緩慢，葉肉細(xì)胞長(zhǎng)時(shí)間維持較高的氣孔導(dǎo)率。將SNU-SG1作為父本與另外3個(gè)高產(chǎn)品種雜交，發(fā)現(xiàn)父本的光合速率比母本和F1代高。F1代的光合系統(tǒng)Ⅱ降解緩慢，與父本相似，而葉綠素的降解模式與母本相似。這些結(jié)果顯示SNU-SG1是一種典型的功能型滯綠突變體，可以在灌漿期提高干物質(zhì)產(chǎn)量而實(shí)現(xiàn)水稻增產(chǎn)[43] 。

5展 望

葉片是水稻最重要的源器官，在灌漿結(jié)實(shí)期葉片的衰老極大影響水稻的產(chǎn)量和品質(zhì)。而影響葉片衰老的諸多因素又是通過(guò)一個(gè)極為復(fù)雜的交叉網(wǎng)絡(luò)起作用。人們?cè)缙陂_展水稻葉片衰老的研究大多從生理生化方面，近年來(lái)，研究者開始轉(zhuǎn)向衰老的基因調(diào)控方向，比如在全基因組內(nèi)大規(guī)模分離衰老相關(guān)基因，或者從某一突變體入手，對(duì)單個(gè)基因進(jìn)行功能鑒定。從研究結(jié)果來(lái)看，在衰老時(shí)，葉片啟動(dòng)或增強(qiáng)某些基因的表達(dá)，關(guān)閉或抑制另一些基因的表達(dá)，這些基因大多參與編碼某些特定功能的酶，從而調(diào)控葉綠素或集光復(fù)合體等的降解速率。最近陸續(xù)報(bào)道的水稻滯綠突變體中，大部分僅是在衰老過(guò)程中葉綠素降解的某一步驟被阻斷，使葉片長(zhǎng)時(shí)間保持綠色，并無(wú)光合功能的改善。因此可以推測(cè)葉綠素降解只是衰老過(guò)程的一部分，不涉及衰老起始，單一阻斷葉綠素降解不能延緩實(shí)際的衰老過(guò)程。對(duì)于水稻早衰突變體的研究也取得了一些進(jìn)展，多個(gè)早衰調(diào)控基因已經(jīng)被初步定位于基因組的不同位置。因此，找到某些基因能直接或間接調(diào)控其他基因的表達(dá)，逐步完善衰老過(guò)程中各基因調(diào)控網(wǎng)絡(luò)，另外，從多種途徑對(duì)植株進(jìn)行生長(zhǎng)調(diào)節(jié)，延長(zhǎng)葉片功能期并得到穩(wěn)定遺傳的個(gè)體，是未來(lái)要解決的重要課題。

參考文獻(xiàn)：

[1] Lim P O， Kim H J， Nam H G. Leaf senescence[J].Annual Review of Plant Biol， 2007，58：115-136.

[2] Mae T. Physiological nitrogen efficiency in rice： Nitrogen utilization，photosynthesis and yield potential[J]. Plant Soil，1997，196（2）：201-210.

[3] 陸定志，潘裕才，馬躍芳，等. 雜交水稻抽穗結(jié)實(shí)期間葉片衰老的生理生化研究[J].中國(guó)農(nóng)業(yè)科學(xué)， 1998，21（3）：21-26.

[4] Belknap W R， Garbarino J E. The role of ubiquitin in plant senescence and stress response[J]. Trends Plant Sci， 1996，1（10）：331-335.

[5] 陳信波，廖愛君，羅澤民. 大穗行水稻生育后期葉片和根系生理的特征[J].生命科學(xué)研究， 1999，3（3）：250-255.

[6] 吳金賢，俞炳杲. 6BA對(duì)水稻葉片衰老過(guò)程中活性氧代謝的調(diào)節(jié)[J]. 南京農(nóng)業(yè)大學(xué)學(xué)報(bào)，1992， 15 （3）： 20-23.

[7] 陳國(guó)惠，嚴(yán)軍，王光明，等. 4PU-30對(duì)雜交水稻后期葉片衰老及再生芽萌發(fā)的影響研究[J].中國(guó)生態(tài)農(nóng)業(yè)學(xué)報(bào)， 2004，12（4）：75-77.

[8] 黃升謀. 水稻源庫(kù)關(guān)系與葉片衰老的研究[J]. 雜交水稻， 2001，23（2）：171-173.

[9] Kusaba M， Maoka T ， Morita R，et al. A novel carotenoid derivative， lutein 3-acetate， accumulates in senescent leaves of rice[J]. Plant Cell Physiol，2009，50（8）： 1573-1577.

[10] Kang K， Kim Y S， Park S，et al. Senescence-induced serotonin biosynthesis and its role in delaying senescence in rice leaves[J]. Plant Physiol，2009，150（7）：1380-1393.

[11] Byeon Y， Park S， Kim Y S， et al. Light-regulated melatonin biosynthesis in rice during the senescence process in detached leaves[J]. J Pineal Res， 2012，53：107-111.

[12] 李瑞，周瑋，李麗，等. 水稻葉片自然衰老過(guò)程中Rubisco大亞基的含量變化[J].中國(guó)水稻科學(xué)， 2009，23（5）：555- 558.

[13] Kazuhiro I， Yuji S， Tadahiko M，et al. Changes in the synthesis of rubisco in rice leaves in relation to senescence and N influx[J].Annals of Botany，2008，101：135-144.

[14] Bate N J， Rothstein S J， Thomgson J E. Expression of nuclear and chloroplast photosynthesis specific genes during leave senescence[J].J Exp Bot，1991，42：801-811.

[15] Jiang C Z， Rodermel S R， Shibles R M. Photosynthesis，rubisco activity and amount， and their regulation by transcription in senescing soybean leaves[J]. Plant Physiol，1993，101 （1）：105-112.

[16] Clouse S D. Molecular genetic studies confirm the role of brassinosteroids in plant growth and development[J]. Plant J，1996，10（1）： 1-8.

[17] Lohman K， Gan S， John M C， et al. Molecular analysis of natural leaf senescence in Arabidopsis thaliana[J]. Plant Physiol，1994，92（2）：322-328.

[18] Buchanan W V. Isolation of cDNA clones for genes that are expressed during leaf senescence in Brassica napus. Identification of a gene encoding a senescence-specific matallothionin-like protein[J]. Plant Physiol，1994，105（3）：839-846.

[19] Park J H， Oh S A， Kim Y H，et al. Differential expression of senescence-associated mRNAs during Ieaf senescence induced by different senescence-induced factors in Arabidopsis[J]. Plant Mol Biol，1998，37：445-454.

[20] Lee R H， Wang C H， Huang L T， et al. Leaf senescence in rice plants： Cloning and characterization of scenescence up-regulated genes[J]. J of Experimental Botany，2001， 52，（358）： 1117-1121.

[21] Woo H R， Chung K M， Park J H， et al. ORE9， an F-box protein that regulates leaf senescence in Arabidopsis[J]. Plant Cell，2001，13：1779-1790.

[22] Woo H R， Kim J H， Nam H G， et al. The delayed leaf senescence mutants of Arabidopsis， ore1， ore3， and ore9 are tolerant to oxidative stress[J]. Plant Cell Physiol，2004，45（7）： 923-932.

[23] Yan H， Saikah H， Maekawa M， et al. Rice tillering dwarf mutant dwarf3 has increased leaf longevity during darkness-induced senescence or hydrogen peroxide-induced cell death[J]. Genes and Genetic Syst， 2007，82（4）： 361-366.

[24] Ansari M I，Lee R H，Chen S C. A novel senescence-associated gene encoding γ-aminobutyric acid （GABA）：Pyruvate transaminase is upregulated during rice leaf senescence[J]. Physiol Plantarum，2005，123（1）：1-8.

[25] Kamachi K， Yamaya T， Hayakawa T， et al. Vascular bundle-specific localization of cytosolic glutamine synthetase in rice leaves[J]. Plant Physiol， 1992，99（4）：1481-1486.

[26] Tabuchi M， Sugiyama K， Ishiyama K， et al. Severe reduction in growth rate and grain filling of rice mutants lacking OsGS1；1，a cytosolic glutamine synthetase1；1[J]. Plant J，2005，42：641-651.

[27] Lee R H， Lin M C， Chen S C C. A novel alkaline α-galactosidase gene is involved in rice leaf senescence[J]. Plant Mol Biol，2004，55（2）：281-295.

[28] Kong Z， Li M， Yang W， et al. A novel nuclear-localized CCCH-Type zinc finger protein， OsDOS，is involved in delaying leaf senescence in rice[J]. Plant Physiol， 2006，141（4）：1376-1388.

[29] Pitakrattananukool S， Kawakatsu T， Anuntalabhochai S， et al. Overexpression of OsRab7B3， a small GTP-binding protein gene， enhances leaf senescence in transgenic rice[J]. Biosci Biotechnol Biochem， 2012，76（7）：1296-1302.

[30] Buchanan-Wollaston V， Earl S， Harrison E， et al. The molecular analysis of leaf senescence a genomics approach[J]. Plant Biotechnol J，2003，1（1）： 3-22.

[31] Wu Z， Zhang X， He B， et al. A chlorophyll-deficient rice mutant with impaired chlorophyllide esterification in chlorophyll biosynthesis[J]. Plant Physiol，2007，145： 29-40.

[32] Yan W Y， Ye S H， Jin Q S， et al. Characterization and mapping of a novel mutant sms1 （senescence and male sterility 1） in rice[J]. J Genet Genomics，2010，37：47-55.

[33] Jiao B B， Wang J J， Zhu X D， et al. A novel protein RLS1 with NB-ARM domains is involved in chloroplast degradation during leaf senescence in rice[J].Mol Plant， 2012，5（1）：205-217.

[34] Qiao Y L， Jiang W Z， Lee J H， et al. SPL28 encodes a clathrin-associated adaptor protein complex 1， medium subunit l （AP1M1） and is responsible for spotted leaf and early senescence in rice（Oryza sativa L）[J]. New Phytologist， 2010，185（1）： 258-274.

[35] Undan J R， Tamiru M， Abe A， et al. Mutation in OsLMS， a gene encoding a protein with two double-stranded RNA binding motifs， causes lesion mimic phenotype and early senescence in rice（Oryza sativa L.）[J]. Genes Genet Syst，2012，87（3）：169-179.

[36] Cha K W， Lee Y J， Koh H J， et al. Isolation characterization and mapping of the stay green mutant in rice[J]. Theor Appl Genet， 2002，104（4）： 526-532.

[37] Park S Y， Yu J W， Park J S， et al. The senescence-induced staygreen protein regulates chlorophyll degradation[J]. Plant Cell，2007，19（5）： 1649-1664.

[38] Jiang H W， Li M R， Liang N T， et al. Molecular cloning and function analysis of the stay green gene in rice[J]. Plant J， 2007，52（2）： 197-209.

[39] Jiang H W，Chen Y P， Li M R， et al. Overexpression of SGR results in oxidative stress and lesion-mimic cell death in rice seedlings[J]. J of Integrative Plant Biol， 2011，53（5）： 375-387.

[40] Kusaba M， Ito H， Morita R， et al. Rice NON-YELLOW COLORING1 is involved in light-harvesting complex Ⅱ and grana degradation during leaf senescence[J].Plant Cell， 2007，19（4）： 1362-1375.

[41] Sato Y， Morita R， Katsma S， et al. Two short-chain dehydrogenase/reductases， NON-YELLOW COLORING 1 and NYC1-LIKE， are required for chlorophyll b and light-harvesting complex II degradation during senescence in rice[J].Plant J，2009，57， 120-131.

[42] Morita R， Sato Y， Masuda Y， et al. Defect in non-yellow coloring 3， an alpha/beta hydrolase-fold family protein， causes a stay-green phenotype during leaf senescence in rice[J]. Plant J，2009，59（6）： 940-952.

[43] Fu J D， Lee B W. Changes in photosynthetic characteristics during grain filling of a functional stay-green rice SNU-SG1 and its F1 hybrids[J]. Journal of Crop Sci and Bio，2008，11（1）：75-82.