翁善鋼

（上海外高橋出入境檢驗(yàn)檢疫局，上海 200137）

小反芻獸疫（peste des petites ruminants，PPR）是由小反芻獸疫病毒（peste des petites ruminants virus，PPRV）引起的小反芻動(dòng)物的一種急性接觸性傳染性疾病。OIE（世界動(dòng)物衛(wèi)生組織）將該病列為必須上報(bào)疾病。該病的臨床表現(xiàn)與牛瘟病毒類似，故也稱為偽牛瘟（pseudorinderpest），其特征是發(fā)病急劇、高熱稽留、眼鼻分泌物增加、口腔糜爛、腹瀉和肺炎。本病毒主要感染綿羊和山羊等小反芻動(dòng)物。

1 病原學(xué)

小反芻獸疫病毒為副粘病毒科（Paramyxoviridae），麻疹病毒屬（Morbillivirus）的成員。同其他麻疹病毒類似，PPRV很脆弱，離開宿主后很難生存。同副粘病毒科的其他病毒類似，PPRV是有囊膜的一種病毒。PPRV病毒粒子呈多形性，多為圓形或橢圓形。PPRV基因組是不分節(jié)段的單股負(fù)鏈RNA，長(zhǎng)度約16 KB，RNA鏈從3′至5′依次是N-P-M-F-H-L 6個(gè)基因，相應(yīng)的這6個(gè)基因編碼6種結(jié)構(gòu)蛋白依次為核衣殼蛋白（N）、磷蛋白（P）、膜蛋白（M）融合蛋白（F）、血凝素蛋白（H）和大蛋白（L），另外，P基因還編碼兩種非結(jié)構(gòu)蛋白C和V［1］。N蛋白的含量在所有P P RV蛋白中含量最高，也最具有免疫原性，卻不會(huì)引起對(duì)病毒的免疫保護(hù)作用。不過，N蛋白已被廣泛應(yīng)用于診斷試劑的研制。基因序列分析也表明不同毒株的N蛋白基因序列會(huì)有稍許差異，這也是P P RV可以分為4個(gè)群的重要原因之一。病毒粒子在pH值為4～10的環(huán)境中穩(wěn)定，對(duì)酒精、乙醚和一些去垢劑敏感，大多數(shù)化學(xué)消毒劑如酚類、2%的NaOH等24 h可將其滅活。非離子去污劑可使病毒纖突脫落，降低感染力。

2 流行與傳播

小反芻獸疫最早的報(bào)道出現(xiàn)在科特迪瓦（1942年）。隨后，非洲的其他國(guó)家也陸續(xù)出現(xiàn)了類似該病的報(bào)道。出現(xiàn)疫情的地區(qū)涵蓋了從大西洋沿岸到紅海的廣大區(qū)域，北至埃及、東南抵肯尼亞，西到加蓬。目前，北非和南部非洲尚有一些國(guó)家未發(fā)現(xiàn)過P P R。如今，PPR不僅傳到了整個(gè)中東地區(qū)，離歐洲最近的土耳其也已經(jīng)有PRR流行。PPR在印度等南亞次大陸國(guó)家也已經(jīng)廣泛存在。總體而言，當(dāng)前P P R主要分布在撒哈拉和赤道之間的非洲地區(qū)，中東（阿拉伯半島、以色列、敘利亞、約旦）和南亞次大陸（印度、尼泊爾、孟加拉國(guó)、巴基斯坦和阿富汗）［2］。P P R在這些國(guó)家造成了嚴(yán)重的經(jīng)濟(jì)損失，已成為這些國(guó)家小反芻獸類家畜生產(chǎn)的重要疾病。根除小反芻獸疫也是不少國(guó)家消除貧困計(jì)劃中的一項(xiàng)重要內(nèi)容。PPR對(duì)養(yǎng)殖業(yè)引起的主要損失包括較高的發(fā)病率和死亡率，飼料轉(zhuǎn)化效率下降，產(chǎn)奶量下降，奶及其制品質(zhì)量下降，產(chǎn)下弱仔等。對(duì)世界各地分離得到的PPRV毒株進(jìn)行遺傳進(jìn)化分析可知，不同的毒株可以歸為4個(gè)群，其中I、II、III群主要分布在非洲，IV群只分布在南亞次大陸地區(qū)。實(shí)際上，南亞地區(qū)除了存在IV群外，還存在主要流行于中東和東非的III群。2007年，我國(guó)西藏自治區(qū)日土縣熱幫鄉(xiāng)龍門卡村發(fā)生山羊小反芻獸疫疫情，死亡262只。在隨后的2008年6月以及2010年5月西藏那曲和日土先后再次發(fā)生了幾起小反芻獸疫疫情。除了上述的國(guó)家和地區(qū)外，近幾年緬甸、老撾、俄羅斯、蒙古、哈薩克斯坦等國(guó)也都有過小反芻獸疫疫情傳出。很明顯的是，我國(guó)周邊的鄰國(guó)幾乎都存在PPR，這使得我國(guó)防控PPR的形式格外嚴(yán)峻。

PPR主要在綿羊和山羊中流行，對(duì)于幼齡動(dòng)物，致死率可達(dá)50%～80%。羚羊和其他野生小反芻動(dòng)物也會(huì)受到嚴(yán)重影響［3］。肉牛、水牛、駱駝以及豬也能夠感染PPRV，但一般不會(huì)發(fā)病。此外，PPRV感染也是綿羊呼吸道綜合癥的一個(gè)重要誘發(fā)因素。同其他麻疹病毒屬病毒類似的是，PPRV具有免疫抑制作用，有時(shí)PPRV可以突破大型反芻動(dòng)物先天性免疫的作用，導(dǎo)致類似牛瘟臨床癥狀的產(chǎn)生和發(fā)展。這可能有助于解釋為何有時(shí)水牛和駱駝感染PPRV后也會(huì)出現(xiàn)一些癥狀。事實(shí)上，這也是一個(gè)潛在的威脅因素。因?yàn)樽詮男枷麥缗Ｎ梁?，已?jīng)不再采用牛瘟疫苗進(jìn)行免疫，牛等大反芻動(dòng)物體內(nèi)已經(jīng)不存在交叉免疫保護(hù)作用。

PPRV具有高度傳染性，一般通過直接接觸受感染動(dòng)物的分泌物和排泄物而傳播。患病山羊的眼鼻或口腔分泌物中病毒含量較高，疾病后期糞便中含毒量也較高。由于病毒具有囊膜，因此病毒對(duì)能滅活的環(huán)境因素（如熱、陽光、化學(xué)品）很敏感。因此，需要同感染動(dòng)物密切接觸后才能引起病毒的成功傳播。豬接觸感染有病毒的山羊后也會(huì)感染PPRV，但不會(huì)引起病毒傳播，因此在PPR的流行病學(xué)中并不重要。即使在實(shí)驗(yàn)條件下，牛感染PPRV后也未必會(huì)有癥狀產(chǎn)生［4］。但在身體狀態(tài)較差的情況下，牛也有可能發(fā)生由PPRV引起的病變。1995—1996年出現(xiàn)的一次PPR疫情流行中，駱駝的組織樣品中檢測(cè)到了PPRV抗原和核酸，但并沒有分離到活的病毒。

3 診斷

對(duì)PPR實(shí)施有效地防控需要快速、特異和敏感的診斷方法。對(duì)于PPR的診斷通常先基于臨床檢查、病理剖檢以及組織學(xué)觀察，然后采用實(shí)驗(yàn)室方法診斷確認(rèn)?，F(xiàn)在已有多種血清學(xué)和分子生物學(xué)方法用于PPRV檢測(cè)。

3.1 傳統(tǒng)方法

常規(guī)技術(shù)，如瓊脂免疫擴(kuò)散試驗(yàn)（AGID）很少用于標(biāo)準(zhǔn)診斷。因?yàn)橥渌椒ㄏ啾?，該法的敏感性較低［5］。不過，血凝試驗(yàn)（HA）和血凝抑制試驗(yàn)（HI）仍可用于日常監(jiān)測(cè)。除了操作簡(jiǎn)單、花費(fèi)少等優(yōu)點(diǎn)外，其敏感性也相對(duì)較高。

如果樣品數(shù)量較多，可以嘗試幾種不同的細(xì)胞系用于培養(yǎng)并分離病毒。通常采用Vero細(xì)胞培養(yǎng)分離病毒。有報(bào)道稱某些毒株的PPRV在B95a細(xì)胞上的生長(zhǎng)要優(yōu)于Vero細(xì)胞［6］。然而PPRV的病毒粒子比較脆弱，有時(shí)很難通過細(xì)胞培養(yǎng)分離到病毒。此外，分離病毒也是一項(xiàng)耗費(fèi)人力、物力的工作。利用單抗建立的ELISA方法通常被用作血清學(xué)診斷或者抗原檢測(cè)。檢測(cè)PPRV抗體，競(jìng)爭(zhēng)ELISA是最合適的方法，這種方法特異性和敏感性均較高，分別可達(dá)99.8%和90.5%［7］?？乖东@ELISA是一種快速、敏感、特異的P P RV抗原的檢測(cè)方法，敏感性要高于AGID［8］。此外，有報(bào)道如膠體金試紙條檢測(cè)、DOT-ELISA等方便快捷的檢測(cè)方法。

3.2 分子生物學(xué)方法

分子生物學(xué)技術(shù)如 RT-PCR［9］以及核酸雜交［10］等方法已被廣泛應(yīng)用到抗原檢測(cè)。這些方法具有高度特異性和敏感性。

一步法熒光定量RT-PCR［11］和環(huán)介導(dǎo)等溫?cái)U(kuò)增技術(shù)（loop mediated isothermal amplification，LAMP）［12］等方法也已被用于檢測(cè)PPRV。這兩種方法比傳統(tǒng)的RT-PCR方法更為敏感和特異，但對(duì)于陽性的臨床樣品不能夠進(jìn)行基因分型。RT-PCR-ELISA方法可以進(jìn)一步增強(qiáng)RTPCR后產(chǎn)物可視化分析的敏感性，克服電泳檢測(cè)需要使用溴乙錠以及暴露在紫外線下等弱點(diǎn)［13］。這種方法檢測(cè)病毒的最低限可達(dá)0.01 TCID50/100 μL，敏感性分別是夾心ELISA和RT-PCR檢測(cè)的100和10 000倍［14］。

4 PPR的防控

4.1 傳統(tǒng)防控措施

傳統(tǒng)的PPR防控措施包括：限制疫區(qū)的綿羊和山羊的運(yùn)輸。對(duì)來自疫區(qū)的動(dòng)物要進(jìn)行嚴(yán)格檢疫，限制從疫區(qū)進(jìn)口動(dòng)物及其產(chǎn)品。對(duì)有傳染病動(dòng)物及時(shí)撲殺，尸體要焚燒、深埋。有疫情的畜舍應(yīng)徹底清洗和消毒（可使用苯酚，氫氧化鈉，酒精，乙醚等）。對(duì)PPR疫情認(rèn)真做好監(jiān)控工作。因?yàn)樵撘卟“l(fā)病急、損失嚴(yán)重，基層的養(yǎng)殖戶及管理人員需要對(duì)疫病及時(shí)作出反應(yīng)以最大限度地減少損失。因此，對(duì)牲畜養(yǎng)殖戶和管理人員做好宣傳以及培訓(xùn)工作非常必要。

4.2 疫苗

對(duì)小反芻動(dòng)物進(jìn)行疫苗免疫接種通常是預(yù)防P P R最有效的方法。多數(shù)情況下，很多散養(yǎng)農(nóng)戶無力承擔(dān)并實(shí)施嚴(yán)格的衛(wèi)生防控措施，使用疫苗可能是唯一的防控方法。除常規(guī)疫苗外，針對(duì)PPR的各種新型疫苗也已陸續(xù)地研制出來。

4.2.1 常規(guī)疫苗 早期防控PPR使用的疫苗是一種針對(duì)牛瘟病毒（rinder pest virus，RPV）的組織弱毒疫苗（TCRV）。RPV與P P RV同屬副粘病毒科，因此具有一定的同源性。牛瘟疫苗免疫之后，能夠產(chǎn)生針對(duì)RPV的中和抗體，但并不能夠產(chǎn)生針對(duì)PPRV的中和抗體。不過，當(dāng)動(dòng)物遇到P P RV感染后，針對(duì)P P RV的中和抗體的量會(huì)增加，能夠給予動(dòng)物足夠的保護(hù)［15］。后來，根除牛瘟的運(yùn)動(dòng)停止了TCRV的使用，因?yàn)檠鍖W(xué)檢測(cè)并不能夠區(qū)分自然感染和疫苗免疫的動(dòng)物。

1989年，有學(xué)者將尼日利亞的P P RV 75/1毒株在Vero細(xì)胞上進(jìn)行培養(yǎng)，經(jīng)過多次傳代之后對(duì)病毒進(jìn)行致弱，成功地研制一種具有同源性的P P RV弱毒苗［16］。此后，世界其他國(guó)家的研究人員也研制出了類似的弱毒疫苗。這種疫苗可以較為安全地用于P P R防控。

4.2.2 耐熱疫苗 PPRV不耐熱，TCRV通過采用冷凍干燥技術(shù)改善了疫苗的熱穩(wěn)定性。Worrwall等使用一種含有海藻糖的冷凍保護(hù)劑進(jìn)行凍干處理，研制出了一種耐熱疫苗［17］。這種疫苗在45°C環(huán)境中可以較穩(wěn)定地存放14 d以上。Sen等報(bào)道的兩種熱穩(wěn)定的疫苗可以在37°C 和 40 °C 環(huán)境中分別存放 7.62 d和 3.68 d［18］。有報(bào)道稱重水可以提高P P RV疫苗的熱穩(wěn)定性。與常規(guī)病毒相比，病毒用含重水的稀釋液氘化后可以維持更高的滴度［18］。

4.2.3 重組疫苗 在成功消滅牛瘟之后，根除P P RV的工作日益成為一個(gè)新的關(guān)注點(diǎn)。目前，弱毒疫苗在各國(guó)的使用效果良好。然而，同TCRV相似的是，血清學(xué)檢測(cè)不能區(qū)分自然感染病毒和使用現(xiàn)有弱毒P P RV疫苗后產(chǎn)生的抗體。因此研制出重組疫苗用于PPR的消除計(jì)劃非常重要。已有不少麻疹病毒屬病毒的F和H蛋白采用活病毒載體系統(tǒng)表達(dá)出來，表達(dá)蛋白可有效地用作疫苗進(jìn)行免疫。已有報(bào)道采用弱毒的羊痘病毒毒株KS-1表達(dá)PPRV的F蛋白的方法［19］。此外也有報(bào)道利用KS-1載體表達(dá)系統(tǒng)構(gòu)建P P RV的H蛋白的研究。利用這些重組蛋白制備成疫苗后可以誘導(dǎo)免疫較長(zhǎng)時(shí)間［20］。但是，使用這些以痘病毒為載體的疫苗需要考慮的是，這些疫苗本身就具有對(duì)痘病毒的免疫原性，這有可能干擾疫苗使用的效果。

當(dāng)然，如果要降低防疫成本，還可以考慮研制二價(jià)或者三價(jià)疫苗，對(duì)PPR以及其他山羊及綿羊疾病進(jìn)行防控。

4.2.4 植物疫苗 轉(zhuǎn)基因植物疫苗作為一種口服疫苗，具有十分廣闊的應(yīng)用前景。與傳統(tǒng)疫苗相比，轉(zhuǎn)基因植物疫苗具有突出的優(yōu)點(diǎn)：①生產(chǎn)成本低，可直接飼喂動(dòng)物，不需要分離提純。②易于保存。轉(zhuǎn)基因植物疫苗常溫下就可以保存，無須冷藏保存，生產(chǎn)過程也無須嚴(yán)格無菌條件。③具有更好的免疫原性。植物細(xì)胞的全能性及其完整的真核細(xì)胞表達(dá)系統(tǒng)使抗原蛋白保持了自然狀態(tài)下的免疫原性。④比傳統(tǒng)的免疫途徑更安全。轉(zhuǎn)基因植物疫苗不需要注射器和針頭之類的設(shè)備，避免由于消毒不嚴(yán)格而通過注射器和針頭傳播疾病的可能性。⑤比傳統(tǒng)的免疫途徑更有效。植物細(xì)胞壁的存在可以抵抗胃酸、胰蛋白酶以及其他消化酶對(duì)抗原蛋白的直接消化，使其在小腸中逐漸釋放，利于激起較強(qiáng)的黏膜免疫反應(yīng)，達(dá)到免疫的目的。⑥應(yīng)用范圍廣，易于推廣。可以通過添加到飼料中飼喂家畜和野生動(dòng)物，以達(dá)到免疫的目的［21］。有報(bào)道將PPRV的H基因在植物木豆（pigeon pea）中表達(dá)制備成疫苗［22］。不過，這種疫苗的免疫原性和保護(hù)力還有待臨床檢驗(yàn)。隨著研究的深入將會(huì)有更多用于PPR防控的植物疫苗問世。

5 小結(jié)

PPR是一種重大烈性傳染性疾病，正嚴(yán)重威脅著非洲、中東、近東、西亞、中亞以及南亞地區(qū)近10億反芻動(dòng)物。PPR疫情流行的大部分地區(qū)是全球較為貧困的地區(qū)，控制PPR對(duì)消除貧困也具有重要的意義。因此，做好PPR的研究和防控工作將仍然是各國(guó)動(dòng)物疫病防控部門的重要任務(wù)。

［1］Diallo A.Control of peste des petits ruminants and poverty alleviation［J］.J Vet Med B，2006，53:11-13.

［2］Sande R，C Ayebazibwe，C Waiswa，et al.Evidence of peste des petits ruminantsvirusantibodiesinsmallruminantsin Amuruand Gulu districts，Uganda［J］.Pak Vet J，2011，31:363-365.

［3］Chauhan H，BChandel，HKher，etal.Peste des petits ruminants infection in Animals［J］.Vet World，2009，2:150-155.

［4］Roger F，M G Yesus，G Libeau，et al.Detection of antibodies of rinderpest and peste des petits ruminants viruses（Paramyxoviridae，Morbillivirus）during a new epizootic disease in Ethiopian camels（Camelus dromadarius）［J］.Rev Med Vet，2011，52:265-268.

［5］Aslam M，M Abubakar，R Anjum，et al.Prevalence of peste des petits ruminants Virus（PPRV） in Mardan，Hangu and Kohat district of pakistan;comparative analysis of PPRV suspected serum samples using competitive ELISA（cELISA）and agar gel immunodiffusion（AGID）［J］.Vet World，2009，2:89-92.

［6］Sreenivasa B P，R P Singh，B Mondal，et al.Marmoset B95a cells:A sensitive system for cultivation of peste des petits ruminants（PPR）virus［J］.Vet Res Comm，2006，30:103-108.

［7］Abubakar M，S M Jamal，M J Arshed，et al.Peste des petits ruminants virus（PPRV）infection；its association with species，seasonalvariations and geography［J］.Trop Anim Health Prod，2009，41:1197-1202.

［8］Abraham G，A Berhan.The use of antigen capture enzyme-linked immunosorbentassay（ELISA）for thediagnosisofrinderpestand pestedes petits ruminants in Ethiopia［J］.Trop Anim Health Prod，2001，33:423-430.

［9］Albayrak H，F(xiàn) Alkan.PPR virus infection on sheep in blacksea region of Turkey:Epidemiology and diagnosis by RT-PCR and virus isolation［J］.Vet Res Commun，2009，33:241-249.

［10］Diallo A，G Libeau，E Couacy-Hymaun，et al.Recent developments in the diagnosis of rinderpest and peste des petits ruminants［J］.Vet Microbiol，1995，44:307-317.

［11］Batten C A，A C Banyard，D P King，et al.A real time RT-PCR assay for the specific detection of peste des petits ruminants virus［J］.J Virol Methods，2011，171:401-404.

［12］Wei L，L Gang，F(xiàn) XiaoJuan，et al.Establishment of a rapid method for detection of PPR by a reverse transcription loopmediated isothermal amplification［J］.Chin J Prev Vet Med，2009，31:374-378.

［13］KumarCS，GDRaj，AThangavelu，etal.PerformanceofRT-PCR-ELISA for the detection of peste des petits ruminants virus［J］.Small Rum Res，2007，72:200-208.

［14］Saravanan P，R P Singh，V Balamuragan，et al.Development of a N gene based PCR-ELISA for detection of peste des petits ruminants virus in clinical samples［J］.Acta Virol，2004，48:249-255.

［15］Taylor W P.Protection of goats against peste despetits ruminants with attenuated rinderpest virus［J］.Res Vet Sci，1979，27:321-324.

［16］Diallo A，T Barrett，M Barbron，et al.Differentiation of rinderpest and peste des petits ruminants viruses using specific cDNA clones［J］.J Virol Methods，1989，23:127-136.

［17］Worrwall E E，J K Litamoi，B M Seck，et al.Xerovac:An ultra rapid method for the dehydration and preservation of live attenuated rinderpest and peste des petits ruminants vaccines［J］.Vaccine，2001，19:834-839.

［18］Sen A，V Balamurugan，K KRajak，et al.Role ofheavywater in biological sciences with an emphasis on thermostabilization of vaccines［J］.Expert Rev Vaccines，2009，8:1587-1602.

［19］Berhe G，C Minet，C Le Goff，et al.Development of a dual recombinant vaccine to protect small ruminants against peste-despetits-ruminants virus and capripoxvirus infections［J］.J Virol，2003，77:1571-1577.

［20］Chen W，S Hu，L Qu，et al.A goat poxvirus-vectored peste-despetitsruminants vaccine induces long-lasting neutralization antibody to high levels in goats and sheep［J］.Vaccine，2010，28:4642-4750.

［21］Streatfield S J.Delivery of plant-derived vaccines［J］.Expert Opin Drug Deliv，2005，2:719-728.

［22］Prasad V，V V Satyavathi，Sanjaya，et al.Expression of biologically active Hemagglutininneuraminidase protein ofPeste des petits ruminants virus in transgenic pigeonpea（Cajanus cajan（L）Millsp）［J］.Plant Sci，2004，166:199-205.